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JORF n°0237 du 9 octobre 2025

Métrique 3. Recouvrement du fond par les macrophytes (ou recouvrement total) - RT (%) - qui renseigne sur l'abondance des macrophytes.
Lorsque le recouvrement total (métrique 3) est inférieur à 5 %, on considère qu'on ne peut pas faire d'appréciation correcte de la composition du peuplement : la métrique 2 n'est pas calculée.
Si problème d'identification des espèces in situ, prélèvement pour analyse au laboratoire.
Méthode d'analyse
Si problème d'identification des espèces in situ, détermination au laboratoire sous microscope ; analyse granulométrique et mesure du taux de matière organique (une fois par plan de gestion).
Références
Laurence Miossec - Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale - CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies - Rapport AQUAREF 2014, 13 pages.
Lauret M., J. Oheix, V. Derolez et T. Laugier. (2011). Réseau de suivi lagunaire, 2011. Guide de reconnaissance des lagunes du Languedoc-Roussillon : 148 pages.
Ministère de la transition écologique et solidaire, MTES (2018). Guide relatif aux règles d'évaluation de l'état des eaux littorales (eaux côtières et eaux de transition) dans le cadre de la DCE (2018).

3.1.9. Angiospermes (masses d'eau côtières - Antilles)

Méthode d'échantillonnage et d'analyse pour la composition des herbiers :
Pour chaque herbier trois transects fixes (matérialisés et géoréférencés) de 50 m de long sont déroulés.
La méthode du LIT (Line Intercept) est appliquée afin de noter :

- les changements dans la composition spécifique ;
- les zones de fragmentation (> 2 m) et de mitage (entre 0,5-2 m) c'est à dire les zones sans phanérogames mais dont le substrat est meuble (= potentiellement colonisables par les phanérogames) ;
- les zones de substrat dur (= non colonisables) ;
- le substrat dominant de cette zone ;
- le déchaussement de rhizomes et la présence de microfalaises.

La composition spécifique en phanérogames est exprimée en termes d'assemblage d'espèces comme décrit dans le tableau ci-après. Le pourcentage d'absence/présence de chaque assemblage ainsi que de chaque espèce sur le transect peut ainsi être calculé.
3 BELT de 1 m sont également réalisés le long des 3 transects.
Dans l'ensemble du couloir de 1 m, est comptabilisé le nombre :

- d'oursins (en distinguant les espèces) ;
- de colonies coralliennes (en distinguant les genres/espèces quand cela est possible) ;
- de signes de bioturbation (« monts » et « entonnoirs »).

Sont également notés :

- la présence/absence d'algues dérivantes et/ou de débris de feuilles de phanérogames, macroalgues épiphytes ;
- cyanobactéries (absence, présence, abondance) ;
- le relief selon la méthode Kerninon et Hily, 2015 ;
- la nature du substrat selon les catégories suivantes : Vase, Sable fin vaseux, Sable fin propre, Sable grossier propre, Macrodébris coralliens ou graviers/cailloutis.

Méthode d'échantillonnage et d'analyse pour la couverture végétale :
3 quadrats de 50 × 50 cm sont positionnés sur chaque transect (3 transects) au niveau des marques 5, 25 et 45.

- Quadrats de 50 cm × 50 cm (x9) : % recouvrement en sept classes et taxons dominants pour les phanérogames et macroalgues, recouvrement en cyanobactéries et type de support (phanérogames, macroalgues ou abiotique), épibioses (nature et ordre de dominance), floraison, sénescence, maladies

Sont identifiés au sein de chaque quadrat :

- la classe de recouvrement du substrat par les phanérogames, les macroalgues et les cyanobactéries, selon la méthode Bouchon et al, 2003 ;
- types de support (phanérogrames, macroalgues ou abiotique) ;
- les taxons dominants de phanérogames et de macroalgues sont indiqués ;
- les catégories d'épibioses si présentes, nature et ordre de dominance des épibioses (algues filamenteuses, algues calcaires, film biosédimentaires, hydraires, macroalgues épiphytes) ;
- floraison, sénescence, maladies.

Méthode d'échantillonnage et analyse des sédiments :
Des prélèvements de sédiments sont réalisés sur 3 quadrats (un par transect), si possible au carottier, sur 5 cm de profondeur, pour la caractérisation du substrat : granulométrie laser et taux de matière organique.
Références
Kerninon et Hily, 2015. Etat des récifs coralliens et des écosystèmes associés des Outre-mer français en 2015. Tendances globales des herbiers, pp. 50-52.

3.1.10. Invertébrés benthiques de substrat meuble (eaux côtières et de transition - façades Mer du Nord, Manche, Atlantique et Méditerranée)

Protocole d'échantillonnage
Le suivi du paramètre MacroInvertébrés Benthiques de substrats meubles (MIB) concerne les zones intertidales et subtidales des eaux côtières (MEC) et des eaux de transition (MET).
Dans ces masses d'eau, les MIB sont suivis tous les trois ans (soit deux fois par plan de gestion) sur l'ensemble des lieux de surveillance. Parmi ces lieux, certains appelés « Sites d'Appui » (SA) sont suivis tous les ans. Pour des raisons logistiques, le suivi des masses d'eau de transition (MET) est décalé d'un an par rapport au suivi des masses d'eau côtières (MEC).
En raison du cycle de vie des organismes benthiques, la saison d'échantillonnage a une forte influence sur les résultats de richesse spécifique et d'abondance. Il est important de toujours effectuer les suivis à la même période. Dans le cadre de la DCE, nous préconisons un échantillonnage des MIB :

- en MEC au début du printemps (de mi-février à fin avril), au moment où les peuplements sont à l'état le plus stable ;
- en MET à la fin de l'été (septembre-octobre), lors de la période d'étiage des fleuves et des rivières côtières.

Façade Manche-Atlantique (MEC) :
Afin de considérer la variabilité intra-station des paramètres faunistiques et sédimentaires, il a été décidé que chaque lieu, en domaine intertidal comme en domaine subtidal, sera étudié en trois points. Ces trois points, appelés « passages » (A/B/C) devront être situés si possible à au moins 200 m du centre du lieu.
En domaine intertidal, les passages devront être échantillonnés au milieu de la zone médiolittorale (sous la zone de résurgence). Pour chaque passage, trois prélèvements (1/2/3) seront effectués à l'aide d'un carottier à main en PVC de diamètre INTERNE 192,2 mm (diamètre extérieur : 200 mm ; épaisseur : 3,9 mm) ce qui équivaut à une surface unitaire égale à 0,029 m2. Le carottier devra être enfoncé jusqu'à 20 cm de profondeur. Il faudra veiller à ce que les prélèvements soient réalisés dans un secteur non perturbé par le passage des opérateurs.
En domaine subtidal, le prélèvement de la macrofaune de chaque passage sera réalisé au moyen d'une benne de surface unitaire égale à 0,1 m2 (bennes Day, Smith-McIntyre ou Van Veen).
Si conditions particulières, la benne Ekman peut être employée (cf. Garcia et al., 2014).
Les tamisages sont à effectuer sur des tamis de maille 1 mm (ronde ou carrée).
Les prélèvements destinés à l'analyse des paramètres sédimentaires devront être réalisés indépendamment de ceux destinés à l'étude de la macrofaune.
En domaine intertidal, les prélèvements (Gr et MO) seront effectués par carottage supplémentaire pour chaque passage. Le prélèvement sera réalisé au moyen d'un carottier (seringue, tube, …) de trois à cinq centimètres de diamètre sur cinq centimètres de profondeur afin de préserver l'intégrité de l'échantillon.
En domaine subtidal, les prélèvements Gr et MO seront réalisés directement à l'intérieur d'une même benne supplémentaire pour chaque passage. La benne doit rester fermée et l'accès au sédiment se fait par la trappe de la benne.
Façade Manche-Atlantique (MET) :
Les lieux à échantillonner doivent être positionnés dans des habitats EUNIS correspondant à ceux pour lesquels un état de référence a été proposé.
Les différents lieux doivent être distribués le long du gradient de salinité estuarien, en se restreignant aux seules zones eu- à mésohalines (excluant donc la zone oligohaline).
Dans la mesure du possible, il est fortement recommandé de localiser les lieux échantillonnés à proximité de points de suivis de paramètres environnementaux faisant partie de programmes de surveillance/observation existants.
En domaine intertidal, les passages devront être échantillonnés en dessous du niveau des basses mers de mortes-eaux. Pour chaque passage, trois échantillons (1/2/3) seront effectués à l'aide d'un carottier à main en PVC de diamètre INTERNE 192,2 mm (diamètre extérieur : 200 mm ; épaisseur : 3,9 mm) ce qui équivaut à une surface unitaire égale à 0,029 m2. Le carottier devra être enfoncé jusqu'à 20 cm de profondeur. Il faudra veiller à ce que les prélèvements soient réalisés dans un secteur non perturbé par le passage des opérateurs. Ces trois réplicats doivent être séparés les uns des autres d'au moins 3 mètres.
En domaine subtidal, les 3 prélèvement de la macrofaune de chaque passage sera réalisé au moyen d'une benne de surface unitaire égale à 0,1 m2 (bennes Day, Smith-McIntyre ou Van Veen).
Les tamisages sont à effectuer sur des tamis de maille 1 mm (ronde ou carrée).
Sur chaque station, trois échantillons supplémentaires doivent être réalisés afin de caractériser la proportion des principales classes granulométriques des sédiments localisés à proximité immédiate de chaque échantillon de faune. En domaine subtidal, il est proposé de prélever un échantillon de sédiment dans chacune des trois bennes de faune dans une zone de l'échantillon où le sédiment est le moins perturbée possible (soit 3 échantillons de sédiments au total). En domaine intertidal, il est demandé de prélever le sédiment en contact chacune des carottes de prélèvement pour la faune (soit 3 échantillons de sédiments au total).
Chacun des trois échantillons est, après homogénéisation, divisé en deux sous échantillons l'un pour l'analyse de la teneur en matière organique et l'autre pour l'analyse de la granulométrie.
Des mesures de salinité sont nécessaires dans les estuaires. Il est demandé, pour l'intertidal, de mesurer la salinité de l'eau interstitielle. Pour le subtidal, la salinité peut être prise dans l'eau ramenée par la benne.
Façade Méditerranée (eaux côtières) :

- échantillonnage à l'aide de benne Van Veen (surface de 0,025 m2, 5 réplicats par station) en zone subtidale ; tamisage sur maille de 1 mm.

Façade Méditerranée (eaux de transition) :

- prélèvements réalisés à l'aide d'une benne Eckmann - Birge (surface de 0,0225 m2 ; 3 sous-stations par station et 4 réplicats par sous-stations), tamisage sur maille de 1 mm ; prélèvements de sédiments par carottages (n=3 par station) et mesure du potentiel d'oxydo-réduction avec un pH-mètre Poncelle.

Méthode d'analyse
Détermination de la faune benthique sous loupe binoculaire, dénombrement.
Les paramètres mesurés sont la composition spécifique, l'abondance spécifique et l'AMBI. Ces trois paramètres sont les métriques qui entrent dans le calcul des indicateurs utilisés (M-AMBI pour les eaux côtières, BEQI-Fr pour les eaux de transition).
Une analyse granulométrique et une mesure de la teneur en matière organique pour les sédiments sont complémentaires à l'analyse faunistique.
Références
Norme NF EN ISO 16665 Mars 2014 : Qualité de l'eau - Lignes directrices pour l'échantillonnage quantitatif et le traitement d'échantillons de la macrofaune marine des fonds meubles
Ministère de la transition écologique et solidaire, MTES (2018). Guide relatif aux règles d'évaluation de l'état des eaux littorales (eaux côtières et eaux de transition) dans le cadre de la DCE.
Garcia Aurelie, Desroy Nicolas, Le Mao Patrick, Miossec Laurence (2014). Protocole de suivi stationnel des macroinvertébrés benthiques de substrats meubles subtidaux et intertidaux dans le cadre de la DCE - Façades Manche et Atlantique - Rapport AQUAREF 2014. Ref. Rapport AQUAREF 2014. AQUAREF, IFREMER, MNHN. https://archimer.ifremer.fr/doc/00269/38067/
Blanchet Hugues, Fouet Marie, Bizzozero Lucie, Foveau Aurélie (2025). Méthodologie pour la surveillance et l'évaluation du paramètre « Macro-invertébrés benthiques » dans les masses d'eau de transition estuariennes de la façade Manche-Atlantique. Ref. Version Mars 2025. Rapport Université de Bordeaux/UMR EPOC & Ifremer. https://archimer.ifremer.fr/doc/00887/99923/

3.1.11. Invertébrés benthiques de substrat meuble (eaux côtières - La Réunion et Mayotte)

Protocole d'échantillonnage
Echantillonnage à la benne Van Veen ou Smith McIntyre (surface de 0,1 m2, 5 réplicats par station pour l'analyse faunistique et 1 pour l'analyse du sédiment), entre 25 et 70 m de profondeur pour le contrôle de surveillance ; tamisage sur maille de 1 mm.
Méthode d'analyse
Détermination au niveau spécifique ou supra et dénombrement de la faune benthique sous loupe binoculaire ; le paramètre mesuré est, l'abondance par taxon.
Analyse granulométrique et teneur en matière organique pour les sédiments.
Références
Norme NF EN ISO 16665 Mars 2014 : Qualité de l'eau - Lignes directrices pour l'échantillonnage quantitatif et le traitement d'échantillons de la macrofaune marine des fonds meubles.
GTs DCE La Réunion et Mayotte « Benthos Substrats Meubles » (2021). Fascicule technique pour la mise en œuvre des suivis « Benthos de Substrats Meubles » des réseaux de contrôle de surveillance DCE dans l'océan Indien. Ref. RST-DOI/2021-004. 46 p.
https://archimer.ifremer.fr/doc/00168/27913/

3.1.12. Benthos récifal - pente externe (eaux côtières - La Réunion)

Protocole d'échantillonnage
L'échantillonnage est réalisé en période estivale. En fonction des paramètres relevés, trois protocoles d'échantillonnage sont mis en œuvre : Line Intercept Transect (3 × 20 m), Belt Transect « invertébrés » (3 × 20 m × 4 m) et Belt Transect « poissons » (3 × 50 m × 5 m). Quadrat (5 × 1 m2).

Nota. - Actuellement, seul le Line Intercept Transect est nécessaire pour le calcul de l'indicateur, mais celui-ci est amené à évoluer et à prendre en compte des paramètres supplémentaires. L'indicateur basé sur le LIT a été consolidé suite à la dernière campagne du RCS et un suivi Belt « poisson » a été ajouté.

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Historique des versions

Version 1

Métrique 3. Recouvrement du fond par les macrophytes (ou recouvrement total) - RT (%) - qui renseigne sur l'abondance des macrophytes.

Lorsque le recouvrement total (métrique 3) est inférieur à 5 %, on considère qu'on ne peut pas faire d'appréciation correcte de la composition du peuplement : la métrique 2 n'est pas calculée.

Si problème d'identification des espèces in situ, prélèvement pour analyse au laboratoire.

Méthode d'analyse

Si problème d'identification des espèces in situ, détermination au laboratoire sous microscope ; analyse granulométrique et mesure du taux de matière organique (une fois par plan de gestion).

Références

Laurence Miossec - Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale - CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies - Rapport AQUAREF 2014, 13 pages.

Lauret M., J. Oheix, V. Derolez et T. Laugier. (2011). Réseau de suivi lagunaire, 2011. Guide de reconnaissance des lagunes du Languedoc-Roussillon : 148 pages.

Ministère de la transition écologique et solidaire, MTES (2018). Guide relatif aux règles d'évaluation de l'état des eaux littorales (eaux côtières et eaux de transition) dans le cadre de la DCE (2018).

3.1.9. Angiospermes (masses d'eau côtières - Antilles)

Méthode d'échantillonnage et d'analyse pour la composition des herbiers :

Pour chaque herbier trois transects fixes (matérialisés et géoréférencés) de 50 m de long sont déroulés.

La méthode du LIT (Line Intercept) est appliquée afin de noter :

- les changements dans la composition spécifique ;

- les zones de fragmentation (> 2 m) et de mitage (entre 0,5-2 m) c'est à dire les zones sans phanérogames mais dont le substrat est meuble (= potentiellement colonisables par les phanérogames) ;

- les zones de substrat dur (= non colonisables) ;

- le substrat dominant de cette zone ;

- le déchaussement de rhizomes et la présence de microfalaises.

La composition spécifique en phanérogames est exprimée en termes d'assemblage d'espèces comme décrit dans le tableau ci-après. Le pourcentage d'absence/présence de chaque assemblage ainsi que de chaque espèce sur le transect peut ainsi être calculé.

3 BELT de 1 m sont également réalisés le long des 3 transects.

Dans l'ensemble du couloir de 1 m, est comptabilisé le nombre :

- d'oursins (en distinguant les espèces) ;

- de colonies coralliennes (en distinguant les genres/espèces quand cela est possible) ;

- de signes de bioturbation (« monts » et « entonnoirs »).

Sont également notés :

- la présence/absence d'algues dérivantes et/ou de débris de feuilles de phanérogames, macroalgues épiphytes ;

- cyanobactéries (absence, présence, abondance) ;

- le relief selon la méthode Kerninon et Hily, 2015 ;

- la nature du substrat selon les catégories suivantes : Vase, Sable fin vaseux, Sable fin propre, Sable grossier propre, Macrodébris coralliens ou graviers/cailloutis.

Méthode d'échantillonnage et d'analyse pour la couverture végétale :

3 quadrats de 50 × 50 cm sont positionnés sur chaque transect (3 transects) au niveau des marques 5, 25 et 45.

- Quadrats de 50 cm × 50 cm (x9) : % recouvrement en sept classes et taxons dominants pour les phanérogames et macroalgues, recouvrement en cyanobactéries et type de support (phanérogames, macroalgues ou abiotique), épibioses (nature et ordre de dominance), floraison, sénescence, maladies

Sont identifiés au sein de chaque quadrat :

- la classe de recouvrement du substrat par les phanérogames, les macroalgues et les cyanobactéries, selon la méthode Bouchon et al, 2003 ;

- types de support (phanérogrames, macroalgues ou abiotique) ;

- les taxons dominants de phanérogames et de macroalgues sont indiqués ;

- les catégories d'épibioses si présentes, nature et ordre de dominance des épibioses (algues filamenteuses, algues calcaires, film biosédimentaires, hydraires, macroalgues épiphytes) ;

- floraison, sénescence, maladies.

Méthode d'échantillonnage et analyse des sédiments :

Des prélèvements de sédiments sont réalisés sur 3 quadrats (un par transect), si possible au carottier, sur 5 cm de profondeur, pour la caractérisation du substrat : granulométrie laser et taux de matière organique.

Références

Kerninon et Hily, 2015. Etat des récifs coralliens et des écosystèmes associés des Outre-mer français en 2015. Tendances globales des herbiers, pp. 50-52.

3.1.10. Invertébrés benthiques de substrat meuble (eaux côtières et de transition - façades Mer du Nord, Manche, Atlantique et Méditerranée)

Protocole d'échantillonnage

Le suivi du paramètre MacroInvertébrés Benthiques de substrats meubles (MIB) concerne les zones intertidales et subtidales des eaux côtières (MEC) et des eaux de transition (MET).

Dans ces masses d'eau, les MIB sont suivis tous les trois ans (soit deux fois par plan de gestion) sur l'ensemble des lieux de surveillance. Parmi ces lieux, certains appelés « Sites d'Appui » (SA) sont suivis tous les ans. Pour des raisons logistiques, le suivi des masses d'eau de transition (MET) est décalé d'un an par rapport au suivi des masses d'eau côtières (MEC).

En raison du cycle de vie des organismes benthiques, la saison d'échantillonnage a une forte influence sur les résultats de richesse spécifique et d'abondance. Il est important de toujours effectuer les suivis à la même période. Dans le cadre de la DCE, nous préconisons un échantillonnage des MIB :

- en MEC au début du printemps (de mi-février à fin avril), au moment où les peuplements sont à l'état le plus stable ;

- en MET à la fin de l'été (septembre-octobre), lors de la période d'étiage des fleuves et des rivières côtières.

Façade Manche-Atlantique (MEC) :

Afin de considérer la variabilité intra-station des paramètres faunistiques et sédimentaires, il a été décidé que chaque lieu, en domaine intertidal comme en domaine subtidal, sera étudié en trois points. Ces trois points, appelés « passages » (A/B/C) devront être situés si possible à au moins 200 m du centre du lieu.

En domaine intertidal, les passages devront être échantillonnés au milieu de la zone médiolittorale (sous la zone de résurgence). Pour chaque passage, trois prélèvements (1/2/3) seront effectués à l'aide d'un carottier à main en PVC de diamètre INTERNE 192,2 mm (diamètre extérieur : 200 mm ; épaisseur : 3,9 mm) ce qui équivaut à une surface unitaire égale à 0,029 m

2

. Le carottier devra être enfoncé jusqu'à 20 cm de profondeur. Il faudra veiller à ce que les prélèvements soient réalisés dans un secteur non perturbé par le passage des opérateurs.

En domaine subtidal, le prélèvement de la macrofaune de chaque passage sera réalisé au moyen d'une benne de surface unitaire égale à 0,1 m

2

(bennes Day, Smith-McIntyre ou Van Veen).

Si conditions particulières, la benne Ekman peut être employée (cf. Garcia et al., 2014).

Les tamisages sont à effectuer sur des tamis de maille 1 mm (ronde ou carrée).

Les prélèvements destinés à l'analyse des paramètres sédimentaires devront être réalisés indépendamment de ceux destinés à l'étude de la macrofaune.

En domaine intertidal, les prélèvements (Gr et MO) seront effectués par carottage supplémentaire pour chaque passage. Le prélèvement sera réalisé au moyen d'un carottier (seringue, tube, …) de trois à cinq centimètres de diamètre sur cinq centimètres de profondeur afin de préserver l'intégrité de l'échantillon.

En domaine subtidal, les prélèvements Gr et MO seront réalisés directement à l'intérieur d'une même benne supplémentaire pour chaque passage. La benne doit rester fermée et l'accès au sédiment se fait par la trappe de la benne.

Façade Manche-Atlantique (MET) :

Les lieux à échantillonner doivent être positionnés dans des habitats EUNIS correspondant à ceux pour lesquels un état de référence a été proposé.

Les différents lieux doivent être distribués le long du gradient de salinité estuarien, en se restreignant aux seules zones eu- à mésohalines (excluant donc la zone oligohaline).

Dans la mesure du possible, il est fortement recommandé de localiser les lieux échantillonnés à proximité de points de suivis de paramètres environnementaux faisant partie de programmes de surveillance/observation existants.

En domaine intertidal, les passages devront être échantillonnés en dessous du niveau des basses mers de mortes-eaux. Pour chaque passage, trois échantillons (1/2/3) seront effectués à l'aide d'un carottier à main en PVC de diamètre INTERNE 192,2 mm (diamètre extérieur : 200 mm ; épaisseur : 3,9 mm) ce qui équivaut à une surface unitaire égale à 0,029 m

2

. Le carottier devra être enfoncé jusqu'à 20 cm de profondeur. Il faudra veiller à ce que les prélèvements soient réalisés dans un secteur non perturbé par le passage des opérateurs. Ces trois réplicats doivent être séparés les uns des autres d'au moins 3 mètres.

En domaine subtidal, les 3 prélèvement de la macrofaune de chaque passage sera réalisé au moyen d'une benne de surface unitaire égale à 0,1 m

2

(bennes Day, Smith-McIntyre ou Van Veen).

Les tamisages sont à effectuer sur des tamis de maille 1 mm (ronde ou carrée).

Sur chaque station, trois échantillons supplémentaires doivent être réalisés afin de caractériser la proportion des principales classes granulométriques des sédiments localisés à proximité immédiate de chaque échantillon de faune. En domaine subtidal, il est proposé de prélever un échantillon de sédiment dans chacune des trois bennes de faune dans une zone de l'échantillon où le sédiment est le moins perturbée possible (soit 3 échantillons de sédiments au total). En domaine intertidal, il est demandé de prélever le sédiment en contact chacune des carottes de prélèvement pour la faune (soit 3 échantillons de sédiments au total).

Chacun des trois échantillons est, après homogénéisation, divisé en deux sous échantillons l'un pour l'analyse de la teneur en matière organique et l'autre pour l'analyse de la granulométrie.

Des mesures de salinité sont nécessaires dans les estuaires. Il est demandé, pour l'intertidal, de mesurer la salinité de l'eau interstitielle. Pour le subtidal, la salinité peut être prise dans l'eau ramenée par la benne.

Façade Méditerranée (eaux côtières) :

- échantillonnage à l'aide de benne Van Veen (surface de 0,025 m

2

, 5 réplicats par station) en zone subtidale ; tamisage sur maille de 1 mm.

Façade Méditerranée (eaux de transition) :

- prélèvements réalisés à l'aide d'une benne Eckmann - Birge (surface de 0,0225 m

2

; 3 sous-stations par station et 4 réplicats par sous-stations), tamisage sur maille de 1 mm ; prélèvements de sédiments par carottages (n=3 par station) et mesure du potentiel d'oxydo-réduction avec un pH-mètre Poncelle.

Méthode d'analyse

Détermination de la faune benthique sous loupe binoculaire, dénombrement.

Les paramètres mesurés sont la composition spécifique, l'abondance spécifique et l'AMBI. Ces trois paramètres sont les métriques qui entrent dans le calcul des indicateurs utilisés (M-AMBI pour les eaux côtières, BEQI-Fr pour les eaux de transition).

Une analyse granulométrique et une mesure de la teneur en matière organique pour les sédiments sont complémentaires à l'analyse faunistique.

Références

Norme NF EN ISO 16665 Mars 2014 : Qualité de l'eau - Lignes directrices pour l'échantillonnage quantitatif et le traitement d'échantillons de la macrofaune marine des fonds meubles

Ministère de la transition écologique et solidaire, MTES (2018). Guide relatif aux règles d'évaluation de l'état des eaux littorales (eaux côtières et eaux de transition) dans le cadre de la DCE.

Garcia Aurelie, Desroy Nicolas, Le Mao Patrick, Miossec Laurence (2014). Protocole de suivi stationnel des macroinvertébrés benthiques de substrats meubles subtidaux et intertidaux dans le cadre de la DCE - Façades Manche et Atlantique - Rapport AQUAREF 2014. Ref. Rapport AQUAREF 2014. AQUAREF, IFREMER, MNHN. https://archimer.ifremer.fr/doc/00269/38067/

Blanchet Hugues, Fouet Marie, Bizzozero Lucie, Foveau Aurélie (2025). Méthodologie pour la surveillance et l'évaluation du paramètre « Macro-invertébrés benthiques » dans les masses d'eau de transition estuariennes de la façade Manche-Atlantique. Ref. Version Mars 2025. Rapport Université de Bordeaux/UMR EPOC & Ifremer. https://archimer.ifremer.fr/doc/00887/99923/

3.1.11. Invertébrés benthiques de substrat meuble (eaux côtières - La Réunion et Mayotte)

Protocole d'échantillonnage

Echantillonnage à la benne Van Veen ou Smith McIntyre (surface de 0,1 m

2

, 5 réplicats par station pour l'analyse faunistique et 1 pour l'analyse du sédiment), entre 25 et 70 m de profondeur pour le contrôle de surveillance ; tamisage sur maille de 1 mm.

Méthode d'analyse

Détermination au niveau spécifique ou supra et dénombrement de la faune benthique sous loupe binoculaire ; le paramètre mesuré est, l'abondance par taxon.

Analyse granulométrique et teneur en matière organique pour les sédiments.

Références

Norme NF EN ISO 16665 Mars 2014 : Qualité de l'eau - Lignes directrices pour l'échantillonnage quantitatif et le traitement d'échantillons de la macrofaune marine des fonds meubles.

GTs DCE La Réunion et Mayotte « Benthos Substrats Meubles » (2021). Fascicule technique pour la mise en œuvre des suivis « Benthos de Substrats Meubles » des réseaux de contrôle de surveillance DCE dans l'océan Indien. Ref. RST-DOI/2021-004. 46 p.

https://archimer.ifremer.fr/doc/00168/27913/

3.1.12. Benthos récifal - pente externe (eaux côtières - La Réunion)

Protocole d'échantillonnage

L'échantillonnage est réalisé en période estivale. En fonction des paramètres relevés, trois protocoles d'échantillonnage sont mis en œuvre : Line Intercept Transect (3 × 20 m), Belt Transect « invertébrés » (3 × 20 m × 4 m) et Belt Transect « poissons » (3 × 50 m × 5 m). Quadrat (5 × 1 m

2

).

Nota. - Actuellement, seul le Line Intercept Transect est nécessaire pour le calcul de l'indicateur, mais celui-ci est amené à évoluer et à prendre en compte des paramètres supplémentaires. L'indicateur basé sur le LIT a été consolidé suite à la dernière campagne du RCS et un suivi Belt « poisson » a été ajouté.