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Arrêté du 5 août 1996

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JORF n°214 du 13 septembre 1996

Art. 2. - Il est porté additions à la dixième édition de la Pharmacopée française pour les monographies :

ELEUTHEROCOQUE (RACINE D')

Eleutherococci radix

Définition

La racine d'éleuthérocoque est constituée par les organes souterrains,
entiers ou fragmentés, séchés d'Eleutherococcus senticosus Maxim.

Caractères

La racine d'éleuthérocoque n'a pas d'odeur ; sa saveur est amère et piquante.
Examinée au microscope, la section transversale présente une écorce de faible dimension et une partie ligneuse qui occupe les neuf dixièmes de la section.
Monté dans le réactif carmino-vert R, le tissu de revêtement présente un suber comportant de nombreuses assises de cellules régulièrement superposées. Le parenchyme cortical, souvent déchiqueté, comprend des cellules cellulosiques laissant entre elles des méats. Dans ce parenchyme, se localisent des cellules contenant des macles d'oxalate de calcium, des fibres lignifiées, de faible diamètre (environ 20 micro m), à parois lisses,
fortement et régulièrement épaissies, et des canaux sécréteurs. Le bois est entièrement lignifié. Il comprend du parenchyme ligneux, abondant, alternant avec des anneaux concentriques de vaisseaux, de grand diamètre (souvent supérieur à 100 micro m). Les rayons médullaires, bisériés ou trisériés, sont constitués par des cellules rectangulaires, à parois canaliculées.
La racine d'éleuthérocoque présente les caractères macroscopiques et microscopiques décrits aux identifications A et B.

Identification

A. - La racine d'éleuthérocoque se présente en morceaux de densité assez élevée, cylindriques, fréquemment tortueux ou recourbés et éventuellement ramifiés. La surface externe est jaune grisâtre à brun clair, ridée longitudinalement avec quelques cicatrices de radicelles. La cassure est courte. La section transversale montre une zone corticale brune, mince et une zone médullaire jaune pâle, dense, finement radiée. Concassée, la racine d'éleuthérocoque se présente en petits fragments jaune pâle, fibreux, souvent dépourvus de suber.
B. - Réduisez la racine d'éleuthérocoque en poudre (355). La poudre est jaune pâle. Examinez au microscope en utilisant le réactif lactique R. La poudre présente des fragments de parenchyme dont les cellules contiennent de l'amidon ; de nombreuses macles d'oxalate de calcium ; des fibres à parois épaissies et à lumière étroite ; de nombreux fragments de bois, jaune vif,
comportant du parenchyme ligneux lignifié, à cellules allongées, canaliculées ; des vaisseaux réticulés ou ponctués, de grand diamètre (environ 150 micro m) ; quelques fragments bruns de suber.
C. - Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27) en utilisant une plaque recouverte d'un gel de silice approprié.
Solution à examiner. A 2,0 g de racine d'éleuthérocoque pulvérisée (355),
ajoutez 20 ml de méthanol R. Chauffez au bain-marie à 60 oC pendant 15 min en agitant fréquemment. Refroidissez et filtrez. Concentrez sous pression réduite jusqu'à 5 ml environ.
Solution témoin. Dissolvez 10 mg de ginsénoside Rg1 R dans du méthanol R et complétez à 10 ml avec le même solvant.
Déposez séparément sur la plaque, en bandes, 40 micro l de la solution à examiner et 10 micro l de la solution témoin. Développez sur un parcours de 10 cm avec un mélange de 4 volumes d'eau, de 25 volumes de méthanol R et de 75 volumes de chloroforme R. Laissez sécher la plaque à l'air. Pulvérisez de la solution de vanilline phosphorique R. Chauffez la plaque à 100-105 oC pendant 5 min. Examinez à la lumière du jour. Le chromatogramme obtenu avec la solution témoin présente une bande rose violacé dans la moitié inférieure (ginsénoside Rg1). Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente, au même Rf que celui de la bande du chromatogramme obtenu avec la solution témoin, une bande de couleur rose violacé (éleuthéroside E) et, à un Rf légèrement supérieur, une bande de couleur violette (éleuthéroside B). Il présente également en son milieu une bande de couleur bleue.

Essai

Eléments étrangers (2.8.2). - La racine d'éleuthérocoque satisfait à l'essai des éléments étrangers.
Perte à la dessiccation (2.2.32). - Déterminée à l'étuve à 100-105 oC sur 1,000 g de racine d'éleuthérocoque pulvérisée (355), la perte à la dessiccation n'est pas supérieure à 10,0 p. 100.
Cendres totales (2.4.16). - Le taux des cendres totales n'est pas supérieur à 6,0 p. 100.

ENOXOLONE

C30H46O4 Mr 470,7.
L'énoxolone contient au minimum 98,0 p. 100 et au maximum l'équivalent de 101,0 p. 100 d'acide 3-hydroxy-11-oxooléan-12-èn-30-oïque calculé par rapport à la substance desséchée.

Caractères

Poudre cristalline blanche ou sensiblement blanche, soluble dans l'éthanol, assez soluble dans le chlorure de méthylène et pratiquement insoluble dans l'eau.

Identification

Première identification : A.
Seconde identification : B, C.
A. - Examinez l'énoxolone par spectrophotométrie d'absorption dans l'infrarouge (2.2.24). Les maximums d'absorption du spectre obtenu avec la substance à examiner correspondent en position et en intensité relative à ceux du spectre obtenu avec l'énoxolone SCR fr. Examinez les substances sous forme de pastilles.
B. - Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27), en utilisant une plaque recouverte d'un gel de silice approprié.
Solution à examiner. Dissolvez 10 mg d'énoxolone dans du chlorure de méthylène R et complétez à 10 ml avec le même solvant.
Solution témoin. Dissolvez 10 mg d'énoxolone SCR fr dans du chlorure de méthylène R et complétez à 10 ml avec le même solvant.
Déposez séparément sur la plaque 5 micro l de chaque solution. Développez sur un parcours de 8 cm avec un mélange de 5 volumes d'acide acétique glacial R, de 10 volumes d'acétone R et de 90 volumes de chlorure de méthylène R.
Laissez sécher la plaque à l'air pendant 5 min. Pulvérisez de la solution d'aldéhyde anisique R et chauffez à 100-105 oC pendant 10 min. La tache principale du chromatogramme obtenu avec la solution à examiner est semblable quant à sa position, sa coloration et ses dimensions à la tache principale du chromatogramme obtenu avec la solution témoin.
C. - Dissolvez 50 mg d'énoxolone dans 10 ml de chlorure de méthylène R. A 2 ml de la solution obtenue, ajoutez 1 ml d'anhydride acétique R et 5 gouttes d'acide sulfurique R. Il apparaît une coloration rose.

Essai

Aspect de la solution. - Dissolvez 0,1 g d'énoxolone dans de l'éthanol R et complétez à 10 ml avec le même solvant. La solution est limpide (2.2.1) et n'est pas plus fortement colorée que la solution témoin J6 (Procédé II,
2.2.2).
Pouvoir rotatoire spécifique (2.2.7). - Dissolvez 0,5 g d'énoxolone dans du dioxane R et complétez à 50,0 ml avec le même solvant. Calculé par rapport à la substance desséchée, le pouvoir rotatoire spécifique est de + 145o à + 154o.
Substances apparentées. - Opérez par chromatographie liquide (2.2.29).
Solution à examiner. Dissolvez 0,10 g d'énoxolone dans la phase mobile et complétez à 100,0 ml avec la phase mobile.
Solution témoin (a). Prélevez 2,0 ml de solution à examiner et complétez à 100,0 ml avec la phase mobile.
Solution témoin (b). Prélevez 5,0 ml de solution témoin (a) et complétez à 100,0 ml avec la phase mobile.
Solution témoin (c). Dissolvez 0,10 g d'acide 18-glycyrrhétinique R dans le tétrahydrofuranne R et complétez à 100,0 ml avec le même solvant.
Solution témoin (d). Prélevez 2,0 ml de solution à examiner. Ajoutez 2,0 ml de solution témoin (c) et complétez à 100,0 ml avec la phase mobile.
La chromatographie peut être réalisée en utilisant :
- une colonne d'acier inoxydable, d'une longueur de 0,25 m et d'un diamètre intérieur de 4,0 mm, remplie de gel de silice octadécylsilylé pour chromatographie R (5 micro m) ;
- comme phase mobile, à un débit de 0,8 ml par minute, un mélange préparé comme suit : mélangez 430 ml de tétrahydrofuranne R et 570 ml d'une solution d'acétate de sodium R à 1,36 g/l, ajustée à pH 4,8 avec de l'acide acétique glacial R ;
- comme détecteur, un spectrophotomètre réglé à 250 nm ;
- un injecteur à boucle fixe de 20 micro l,
en maintenant la température de la colonne à 30 oC. Ajustez la sensibilité du détecteur de façon que la hauteur du pic principal dans le chromatogramme obtenu avec la solution témoin (a) représente 50 p. 100 au minimum de l'échelle totale de l'enregistreur. Injectez la solution témoin (d). L'essai n'est valable que si dans le chromatogramme obtenu avec la solution témoin (d) la résolution entre les pics correspondant respectivement à l'énoxolone et à l'acide 18-glycyrrhétinique n'est pas inférieure à 2,0.
Injectez séparément la solution à examiner, la solution témoin (a) et la solution témoin (b). Continuez la chromatographie pendant 4 fois le temps de rétention du pic principal. S'il apparaît d'autres pics que le pic principal dans le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner, la somme de leur surface n'est pas supérieure à la surface du pic principal du chromatogramme obtenu avec la solution témoin (a) (2,0 p. 100).
Ne tenez pas compte des pics dus au solvant et des pics dont la surface est inférieure à celle du pic d'énoxolone dans le chromatogramme obtenu avec la solution témoin (b) (0,1 p. 100).
Métaux lourds (2.4.8). - 1,0 g d'énoxolone satisfait à l'essai limite C des métaux lourds (20 ppm). Préparez le témoin avec 2 ml de solution à 10 ppm de plomb (Pb) R.
Perte à la dessiccation (2.2.32). - Déterminée à l'étuve à 100-105 oC pendant 4 h sur 1,000 g d'énoxolone, la perte à la dessiccation n'est pas supérieure à 0,5 p. 100.
Cendres sulfuriques (2.4.14). - Déterminé sur 1,0 g d'énoxolone, le taux des cendres sulfuriques n'est pas supérieur à 0,2 p. 100.

Dosage

Dissolvez 0,330 g d'énoxolone dans 40 ml de diméthylformamide R. Titrez par l'hydroxyde de tétrabutylammonium 0,1 M. Déterminez le point d'équivalence par potentiométrie (2.2.20). Effectuez un dosage à blanc.
1 ml d'hydroxyde de tétrabutylammonium 0,1 M correspond à 47,07 mg d'énoxolone.

Conservation

En récipient bien fermé, à l'abri de la lumière.

Impuretés

A. - Acide 3-hydroxy-11-oxo-18-oléan-12-èn-30-oïque.
B. - Acide 3,24-dihydroxy-11-oxo-18-oléan-12-èn-30-oïque.

Réactif

Acide 18 glycyrrhétinique. - C30H46O4 (Mr 470,7). Acide 3-hydroxy-11-oxo-18-oléan-12-én-30-oïque.
Poudre cristalline blanche ou sensiblement blanche, pratiquement insoluble dans l'eau, soluble dans l'éthanol, assez soluble dans le chlorure de méthylène.

MAIS (STYLE DE)

Maydis stylus

Définition

La partie utilisée du maïs est constituée par le style séché de Zea mays L. Le style de maïs contient au minimum 1,5 p. 100 de potassium (K ; Ar 39,1).

Caractères

Le style de maïs est faiblement odorant.
Examiné au microscope, sans traitement préalable, le style de maïs présente un épiderme formé de cellules rectangulaires très allongées ; 2 faisceaux libéro-ligneux ; des poils tecteurs obliques, d'environ 250 micro m de longueur.
Le style de maïs présente les caractères macroscopiques et microscopiques décrits aux identifications A et B.

Identification

A. - Le style de maïs est constitué par de longs filaments grêles, enroulés ou rubannés, brun clair à rouge brunâtre.
B. - Réduisez le style de maïs en poudre (355). La poudre est brunâtre à brun rougeâtre. Examinez au microscope. La poudre présente des fragments d'épiderme très nombreux, d'environ 200 micro m de largeur, à longues cellules rectangulaires ; des poils tecteurs, pluricellulaires, unisériés,
bisériés ou trisériés, à extrêmité conique, généralement brisés ; des grains de pollen rares, arrondis, à 1 pore germinatif large, d'environ 75 micro m de diamètre.
C. - Solubilisez les cendres totales (voir Essai) avec 1 ml d'eau. La solution donne la réaction (b) du potassium (2.3.1).

Essai

Eléments étrangers (2.8.2). - Le style de maïs satisfait à l'essai des éléments étrangers.
Perte à la dessiccation (2.2.32). - Déterminée à l'étuve à 100-105 oC sur 1,000 g de style de maïs pulvérisé, la perte à la dessiccation n'est pas supérieure à 12,0 p. 100.
Cendres totales (2.4.16). - Le taux des cendres totales n'est pas supérieur à 7,0 p. 100.

Dosage

Déterminez la teneur en potassium par photométrie de flamme (Procédé I,
2.2.22).
Solution à examiner. Incinérez 1,000 g de style de maïs pulvérisé (355) comme pour l'essai des cendres totales (2.4.16). Reprenez avec 20 ml d'eau.
Tiédissez au bain-marie. Filtrez sur filtre sans cendres. Rincez plusieurs fois avec de l'eau. Filtrez. Réunissez les solutions dans un ballon jaugé de 50 ml et complétez au volume avec de l'eau. Diluez au 1/10 avec de l'eau.
Solutions de référence. Préparez au moins 3 solutions de référence dont les concentrations encadrent la concentration d'une solution de chlorure de potassium 0,001M (0,039 1 g de K par litre).
Effectuez 3 mesures de l'intensité émise de chacune des solutions de référence à 768 nm. Tracez la courbe d'étalonnage en fonction des valeurs moyennes obtenues.
Effectuez 3 mesures de l'intensité émise de la solution à examiner à 768 nm. Reportez la valeur moyenne sur la courbe d'étalonnage. Soit c la concentration obtenue en grammes de K par litre.
Calculez la teneur pour cent en potassium à l'aide de l'expression :

c x 50

m

m = masse de la prise d'essai, en gramme.

Conservation

A l'abri de la lumière et de l'humidité.

NOISETIER (FEUILLE DE)

Coryli folium

Définition

La partie utilisée du noisetier est constituée par la feuille séchée de Corylus avellana L. La feuille de noisetier contient au minimum 2,0 p. 100 de flavonoïdes totaux, exprimés en myricitrine (C21H20O12 ; Mr 464,4).

Caractères

La feuille de noisetier est courtement pétiolée, à limbe arrondi, cordiforme et symétrique à la base, acuminé au sommet, doublement denté à la marge. De la nervure principale partent, de chaque côté, 8 à 10 nervures secondaires.
Examinée au microscope, la section transversale présente un épiderme supérieur cuticularisé et un épiderme inférieur stomatifère portant des poils tecteurs et des poils sécréteurs, surtout à la partie inférieure et près des nervures. Les poils tecteurs, nombreux, sont unicellulaires et à paroi épaisse. Les poils sécréteurs, plus rares, sont pluricellulaires et en forme de massue. Le mésophylle du limbe est constitué, à la partie supérieure,
d'une double assise de parenchyme palissadique renfermant de nombreuses macles d'oxalate de calcium et, à la partie inférieure, d'un parenchyme lacuneux. La nervure principale présente un double faisceau libéro-ligneux avec un arc principal muni d'un anneau de bois et un arc secondaire muni d'une lame de bois, le liber périphérique étant en amas. L'arc principal,
ceinturé par un endoderme et un péricyle, entoure un parenchyme médullaire.
La feuille de noisetier présente les caractères macroscopiques et microscopiques décrits aux identifications A et B.

Identification

A. - La feuille de noisetier, entière ou coupée, vert mat, est plus claire et velue à la face inférieure. La consistance est molle et friable. La nervure principale est saillante à la face inférieure, les nervures secondaires forment un fin réseau avec les nervures tertiaires.
B. - Réduisez la feuille de noisetier en poudre (355). La poudre est verte à vert-jaune. Examinez au microscope. La poudre présente de nombreux poils tecteurs, isolés, unicellulaires, très effilés, droits, flexueux ou légèrement arqués, à paroi épaisse (600 micro m environ) ; de nombreuses macles d'oxalate de calcium (25 micro m environ) ; des fragments d'épiderme inférieur avec stomates de type paracytique ; des débris de parenchyme chlorophyllien.
C. - Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27) en utilisant une plaque recouverte d'un gel de silice approprié.
Solution à examiner. A 0,5 g de feuille de noisetier pulvérisée, ajoutez 10 ml de méthanol R. Chauffez, en agitant, au bain-marie à 40 oC, pendant 10 min. Filtrez.
Solution témoin (a). Solution de myricitrine à 0,5 g/l dans du méthanol R.
Solution témoin (b). Solution d'acide chlorogénique R à 0,5 g/l dans du méthanol R.
Déposez séparément sur la plaque, en bandes, 5 micro l de chacune des solutions témoins et 10 micro l de solution à examiner. Développez sur un parcours de 10 cm avec un mélange de 10 volumes d'acide formique anhydre R,
de 10 volumes d'eau et de 80 volumes d'acétate d'éthyle R. Laissez sécher la plaque à l'air. Pulvérisez une solution de diphénylborate d'aminoéthanol R à 10 g/l et de macrogol 400 R à 50 g/l dans du méthanol R. Laisser sécher la plaque à l'air. Examinez en lumière ultraviolette à 365 nm. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente deux bandes principales quant à leur position et leur fluorescence à celle des chromatogrammes obtenus avec les solutions témoins (a) et (b). Il présente également des bandes de fluorescence bleue de part et d'autre de celle correspondant à l'acide chlorogénique et une bande de fluorescence orangée au-dessus de celle correspondant à la myricitrine (quercitroside).
D. - A 0,2 g de feuille de noisetier pulvérisée, ajoutez 5 ml d'acide chlorhydrique dilué R. Chauffez au bain-marie pendant 10 min. Le mélange devient rouge orangé. Filtrez. Ajoutez au filtrat 1 ml de butanol R. Agitez. Il apparaît une coloration rouge vif dans la phase organique (proanthocyanidines).

Essai

Eléments étrangers (2.8.2). - La feuille de noisetier satisfait à l'essai des éléments étrangers.
Perte à la dessiccation (2.2.32). - Déterminée à l'étuve à 100-105 oC sur 1,000 g de feuille de noisetier pulvérisée (355), la perte à la dessiccation n'est pas supérieure à 12,0 p. 100.
Cendres totales (2.4.16). - Le taux des cendres totales n'est pas supérieur à 8,0 p. 100.

Dosage

A 0,100 g de feuille de noisetier pulvérisée (355), ajoutez 95 ml de méthanol R. Chauffez à reflux au bain marie pendant 30 min. Laissez refroidir et filtrez. Rincez avec 5 ml de méthanol R, filtrez. Complétez les solutions méthanoliques réunies à 100,0 ml avec du méthanol R. Dans un ballon jaugé,
introduisez 5,0 ml de la solution méthanolique et complétez à 10,0 ml avec une solution de chlorure d'aluminium R à 20,0 g/l dans du méthanol R (solution 1). Dans un deuxième ballon jaugé, introduisez 5,0 ml de la solution méthanolique et complétez à 10,0 ml avec du méthanol R (solution 2). Mesurez l'absorbance (2.2.25) de la solution 1, après 15 min, à 420 nm en utilisant la solution 2 comme liquide de compensation.
Calculez la teneur pour cent en flavonoïdes totaux, exprimés en myricitrine, à l'aide de l'expression :

A x 0,475

m

en prenant 421 comme valeur de l'absorbance spécifique de la myricitrine à 420 nm.
A = absorbance de la solution 1 à 420 nm.
m = masse de la prise d'essai, en gramme.

Conservation

A l'abri de la lumière et de l'humidité.

Réactif

Myricitrine. - C21H20O12 (Mr 464,4). 3-[(6Désoxy--D-mannopyranosyl) oxy]-5,7-dihydroxy-2-(3,4,5-trihydroxyphényl) -4H-chromén-4-one.
Cristaux jaune pâle, peu solubles dans l'eau et dans l'alcool.
F : 199 oC à 200 oC.
Une solution dans le méthanol R présente 2 maximums d'absorption (2.2.25) respectivement à 262 nm et 352 nm.

NOYER (FEUILLE DE)

Juglandis folium

Définition

La partie utilisée du noyer est constituée par la foliole séchée de Juglans regia L. La feuille de noyer contient au minimum 2,0 p. 100 de flavonoïdes totaux, exprimés en hypéroside (C21H20O12 ; Mr 464,4).

Caractères

La feuille de noyer a une odeur faiblement aromatique. La feuille de noyer est composée de folioles en majeure partie mondées et séparées du rachis. La foliole mesure environ 10 cm de longueur et 5 cm de largeur.
Examinée au microscope, la section transversale de la foliole présente un épiderme supérieur cuticularisé et un épiderme inférieur stomatifère portant des poils sécréteurs et des poils tecteurs, surtout près de la nervure principale. Les poils tecteurs, unicellulaires, à paroi épaisse, sont généralement fasciculés. Les poils sécréteurs sont de 2 types : les uns à tête pluricellulaire, enfoncés dans l'épiderme ; les autres, émergents, à pied pluricellulaire et à tête bicellulaire ou tétracellulaire. Le mésophylle du limbe est constitué, à la partie supérieure, d'un parenchyme palissadique renfermant des cristaux d'oxalate de calcium et, à la partie inférieure, de cellules rameuses. La nervure principale comporte un arc libéro-ligneux presque continu, ceinturé par un sclérenchyme et entourant un parenchyme médullaire. Certaines cellules contiennent des macles d'oxalate de calcium.
La feuille de noyer présente les caractères macroscopiques et microscopiques décrits aux identifications A et B.

Identification

A. - La feuille de noyer, entière ou coupée, vert foncé à vert-brun, peut être tachée de brun mais pas entièrement brune. La consistance est raide et cassante, le bord entier ou faiblement émarginé. La nervure principale est proéminente, les nervures secondaires forment entre elles un réseau régulier de mailles rectangulaires.
B. - Réduisez la feuille de noyer en poudre (355). La poudre est vert terne à brun-vert. Examinez au microscope. La poudre présente de très nombreuses macles (50 micro m environ) et des cristaux, de forme régulière ou irrégulière, d'oxalate de calcium ; des poils sécréteurs, à tête pluricellulaire, souvent octocellulaire (60 micro m environ) ; des poils tecteurs, plus rares, à paroi lisse et épaisse, droits ou flexueux, isolés ou fasciculés (500 micro m environ) ; des fragments d'épiderme inférieur avec stomates ; des fragments de tissu palissadique avec cristaux d'oxalate en oursin ; de rares fragments de vaisseaux spiralés.
C. - Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27) en utilisant une plaque recouverte d'un gel de silice approprié.
Solution à examiner. A 0,5 g de feuille de noyer pulvérisée, ajoutez 10 ml de méthanol R. Chauffez, en agitant, au bain-marie à 40 oC, pendant 10 min.
Filtrez.
Solution témoin (a). Solution d'hypéroside R à 0,5 g/l dans du méthanol R.
Solution témoin (b). Solution de quercitroside R à 0,5 g/l dans du méthanol R.
Déposez séparément sur la plaque, en bandes, 5 micro l de chacune des solutions témoins et 10 micro l de solution à examiner. Développez sur un parcours de 12 cm avec un mélange de 5 volumes d'eau, de 10 volumes d'acide formique anhydre R et de 85 volumes d'acétate d'éthyle R. Laissez sécher la plaque à l'air. Pulvérisez une solution de diphénylborate d'aminoéthanol R à 10 g/l et de macrogol 400 R à 50 g/l dans du méthanol R. Laissez sécher la plaque à l'air. Examinez en lumière ultraviolette à 365 nm. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente dans sa moitié supérieure une succession de bandes de fluorescence orangée parmi lesquelles deux sont semblables à celles des chromatogrammes obtenus avec les solutions témoins (a) et (b). Il présente également une bande de fluorescence bleue située juste au-dessous de celle correspondant à l'hypéroside (acide néochlorogénique).

Essai

Eléments étrangers (2.8.2). - Le taux des éléments étrangers n'est pas supérieur à 20,0 p. 100, dont pas plus de 18,0 p. 100 de parties étrangères (rachis, jeunes tiges).
Perte à la dessiccation (2.2.32). - Déterminée à l'étuve à 100-105 oC sur 1,000 g de feuille de noyer pulvérisée (355), la perte à la dessiccation n'est pas supérieure à 10,0 p. 100.
Cendres totales (2.4.16). - Le taux des cendres totales n'est pas supérieur à 12,0 p. 100.

Dosage

A 0,100 g de feuille de noyer pulvérisée (355), ajoutez 95 ml de méthanol R. Chauffez à reflux au bain-marie pendant 30 min. Laissez refroidir et filtrez. Rincez avec 5 ml de méthanol R, filtrez. Complétez les solutions méthanoliques réunies à 100,0 ml avec du méthanol R. Dans un ballon jaugé,
introduisez 2,0 ml de la solution méthanolique, 3 ml de méthanol R et complétez à 10,0 ml avec une solution de chlorure d'aluminium R à 20,0 g/l dans du méthanol R (solution 1). Dans un deuxième ballon jaugé, introduisez 2,0 ml de la solution méthanolique et complétez à 10,0 ml avec du méthanol R (solution 2).
Mesurez l'absorbance (2.2.25) de la solution 1, après 15 min, à 420 nm en utilisant la solution 2 comme liquide de compensation.
Calculez la teneur p. 100 en flavonoïdes totaux, exprimés en hypéroside, à l'aide de l'expression :

A x 1,25

m

en prenant 400 comme valeur de l'absorbance spécifique de l'hypéroside à 420 nm.
A = absorbance de la solution 1 à 420 nm.
m = masse de la prise d'essai, en gramme.

Conservation

A l'abri de la lumière et de l'humidité.

ORANGER AMER (FEUILLE D')

Citri aurantii folium

Définition

La partie utilisée de l'oranger amer est constituée par la feuille séchée de Citrus aurantium L. ssp. amara Engl. La feuille d'oranger amer contient au minimum 0,8 p. 100 de flavonoïdes totaux exprimés en naringine (C27H32O14 ;
Mr 580,5).

Caractères

La feuille d'oranger amer a une odeur faible et une saveur amère. La feuille d'oranger amer, largement ovale, subaiguë au sommet, à pétiole articulé et plus ou moins largement ailé, mesure environ 8 cm de longueur et 4 cm de largeur.
Examinée au microscope, la section transversale de la feuille présente, au niveau du limbe, des épidermes cuticularisés, des parenchymes palissadiques et lacuneux, ainsi que de larges poches sécrétrices schizolysigènes et des cellules à gros prismes d'oxalate de calcium. La nervure principale comporte 2 arcs libéroligneux formant cercle et entourés de fibres péricycliques ; la partie inférieure est constituée d'un collenchyme ; de nombreux prismes d'oxalate de calcium sont présents, sauf dans le bois et la moelle.
La feuille d'oranger amer présente les caractères macroscopiques et microscopiques décrits aux identifications A et B.

Identification

A. - La feuille d'oranger amer, souvent enroulée, est entière, coriace d'un vert plus ou moins jaune. Le limbe est ponctué de poches sécrétrices, surtout à la marge. Le pétiole est souvent séparé.
B. - Réduisez la feuille d'oranger amer en poudre (355). La poudre est vert-jaune. Examinez au microscope, en utilisant la solution d'hydrate de chloral R. La poudre présente de très nombreux prismes d'oxalate de calcium ; des fragments de fibres avec cristaux, des fragments d'épiderme supérieur à cellules polygonales et d'épiderme inférieur stomatifère.
C. - Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27) en utilisant une plaque recouverte d'un gel de silice approprié.
Solution à examiner. A 1 g de feuille d'oranger amer pulvérisée (355),
ajoutez 20 ml d'alcool à 50 p. 100 V/V. Chauffez en agitant à 40 oC pendant 10 min. Filtrez.
Solution témoin. Solution de naringine à 0,5 g/l dans le méthanol R.
Déposez séparément sur la plaque, en bandes, 10 micro l de chacune des solutions. Développez sur un parcours de 10 cm avec un mélange de 10 volumes d'eau, de 15 volumes d'acide formique anhydre R et de 75 volumes d'acétate d'éthyle R. Laissez sécher la plaque à l'air puis chauffez à l'étuve à 110-120 oC pendant 5 min. Pulvérisez une solution de diphénylborate d'aminoéthanol R à 10 g/l et de macrogol 400 R à 50 g/l dans du méthanol.
Après 1 h au minimum, examinez en lumière ultraviolette à 365 nm. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente dans sa partie médiane une bande de fluorescence vert foncé, d'intensité très variable,
semblable quant à sa position et sa fluorescence à celle du chromatogramme obtenu avec la solution témoin, et une autre bande située juste en dessous de fluorescence rouge (néoériocitrine). Il présente également une succession de bandes de fluorescence jaune ou bleue.

Essai

Eléments étrangers (2.8.2). - La feuille d'oranger amer satisfait à l'essai des éléments étrangers.
Perte à la dessiccation (2.2.32). - Déterminée à l'étuve à 100-105 oC sur 1,000 g de feuille d'oranger amer pulvérisée (355), la perte à la dessiccation n'est pas supérieure à 10,0 p. 100.
Cendres totales (2.4.16). - Le taux des cendres totales n'est pas supérieur à 15,0 p. 100.

Dosage

1,250 g de feuille d'oranger amer pulvérisée (355), ajoutez 95 ml d'alcool à 50 p. 100 V/V. Chauffez à reflux au bain-marie pendant 30 min. Laissez refroidir et filtrez. Rincez le filtre avec 5 ml d'alcool à 50 p. 100 V/V.
Réunissez le filtrat et la solution de rinçage dans un ballon jaugé et complétez à 100,0 ml avec de l'alcool à 50 p. 100 V/V. Dans un tube à essai (18 mm x 180 mm), introduisez 150,0 mg de magnésium R pulvérisé (250), un barreau aimanté de 25 mm de longueur et 2,00 ml de solution extractive.
Maintenez le tube vertical et agitez à 125 gn. Ajoutez goutte à goutte avec précaution, surtout au début, 2,0 ml d'acide chlorhydrique R, puis 6,0 ml d'alcool à 50 p. 100 V/V. Bouchez le tube, mélangez en agitant par retournement.
Après 10 min, mesurez l'absorbance (2.2.25) à 550 nm en utilisant l'eau comme liquide de compensation.
Calculez la teneur pour cent en flavonoïdes totaux, exprimés en naringine, à l'aide de l'expression :

A x 4,8

m

en prenant 104 comme valeur de l'absorbance spécifique de la naringine à 550 nm.
A = absorbance à 550 nm,
m = masse de la prise d'essai, en gramme.

Conservation

A l'abri de la lumière et de l'humidité.

Réactif

Naringine. - C27H32O14 (Mr 580,5). 7-[[2-O-(6-Désoxy--L-mannopyranosyl) --D-glucopyranosyl]oxy]-5-hydroxy)-2-(4-hydroxyphényl) -2,3-dihydro-4H-chromén-4-one.
Poudre cristalline, blanche à beige, peu soluble dans l'eau et dans le méthanol, soluble dans le diméthylformamide.
F : voisin de 171 oC.
Une solution dans le méthanol R à 5 g/l de diméthylformamide R présente un maximum d'absorption (2.2.25) à 285 nm.

TEINTURE DE BENJOIN

Benzoinis tinctura

Définition

La teinture de benjoin est produite à partir de la résine balsamique de benjoin du Laos. La teinture de benjoin contient au minimum 5,0 p. 100 d'acides totaux, exprimés en acide benzoïque. Elle correspond généralement à une partie de drogue pour 5 parties de teinture.

Production

Préparez la teinture par macération, ou tout autre procédé approprié à partir de la drogue convenablement concassée. Filtrez.

Caractères

Liquide brun clair à brun-rouge, d'odeur aromatique prononcée et de saveur amère, donnant un abondant précipité jaunâtre par addition d'eau.

Identification

Examinez en lumière ultraviolette à 254 nm le chromatogramme obtenu dans l'essai << Benjoin de Sumatra >>. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente une série de bandes sombres, semblables quant à leur position à celle du chromatogramme obtenu avec la solution témoin (a). Deux de ces bandes sont semblables quant à leur position et leur coloration à celle des chromatogrammes obtenus avec la solution témoin (b) (acide benzoïque) et la solution témoin (d) (vanilline). Pulvérisez la solution sulfurique de dinitrophénylhydrazine R. Examinez à la lumière du jour. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente une bande semblable quant à sa position et sa coloration à celles des chromatogrammes obtenus avec les solutions témoins (a) et (b).

Essai

Benjoin de Sumatra. - Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27) en utilisant une plaque recouverte de gel de silice 60 F254 R.
Solution à examiner. A 1 ml de teinture de benjoin ajoutez 4 ml d'alcool R. Solution témoin (a). Agitez 0,2 g de benjoin du Laos préalablement pulvérisé avec 5 ml d'alcool R. Filtrez. Recueillez le filtrat.
Solution témoin (b). Dissolvez 10 mg d'acide benzoïque R dans 10 ml d'alcool R.
Solution témoin (c). Dissolvez 10 mg d'acide cinnamique dans 20 ml d'alcool R.
Solution témoin (d). Dissolvez 10 mg de vanilline R dans 50 ml d'alcool R.
Déposez séparément sur la plaque, en bandes, 10 micro l de chacune des solutions. Développez sur un parcours de 12 cm avec un mélange de 10 volumes d'acide acétique glacial R, de 40 volumes d'éther isopropylique R et de 60 volumes d'hexane R. Laissez sécher la plaque à l'air. Examinez en lumière ultraviolette à 254 nm. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner ne présente pas de bande semblable quant à sa position à celle du chromatogramme obtenu avec la solution témoin (c) (acide cinnamique).
Teneur en éthanol (2.9.10). - La teneur en éthanol est de 71,0 p. 100 V/V à 75,0 p. 100 V/V.
Méthanol et 2-propanol (2.9.11). - La teinture de benjoin satisfait à l'essai de recherche du méthanol et du 2-propanol.

Dosage

Introduisez, dans une fiole de verre borosilicaté de 50 ml, 5,0 g de teinture de benjoin. Eliminez l'alcool. Ajoutez quelques billes de verre et 10 ml d'hydroxyde de potassium alcoolique 0,5 N. Adaptez un réfrigérant et chauffez à reflux pendant 30 min. Titrez l'excès d'hydroxyde de potassium avec de l'acide sulfurique 0,1 N.
Déterminez le point de fin de titrage par potentiométrie (2.2.25). Effectuez un titrage à blanc.
1 ml d'acide sulfurique 0,1 N correspond à 12,21 mg d'acide benzoïque (C7H6O2). La teneur totale en acides organiques, exprimés en acide benzoïque, est :

1,221 x (n-n')

m

m = masse de la prise d'essai, en gramme.
n = nombre de millilitres d'acide sulfurique 0,1 N utilisés pour le titrage à blanc.
n' = nombre de millilitres d'acide sulfurique 0,1 N utilisés pour l'essai.

Réactif

Cinnamique (acide). - Cristaux incolores, très peu solubles dans l'eau,
facilement solubles dans l'alcool et dans le méthanol, solubles dans le chloroforme.
F : 132 oC à 134 oC.

1 version

Historique des versions

Version 1

Art. 2. - Il est porté additions à la dixième édition de la Pharmacopée française pour les monographies :

ELEUTHEROCOQUE (RACINE D')

Eleutherococci radix

Définition

La racine d'éleuthérocoque est constituée par les organes souterrains,

entiers ou fragmentés, séchés d'Eleutherococcus senticosus Maxim.

Caractères

La racine d'éleuthérocoque n'a pas d'odeur ; sa saveur est amère et piquante.

Examinée au microscope, la section transversale présente une écorce de faible dimension et une partie ligneuse qui occupe les neuf dixièmes de la section.

Monté dans le réactif carmino-vert R, le tissu de revêtement présente un suber comportant de nombreuses assises de cellules régulièrement superposées. Le parenchyme cortical, souvent déchiqueté, comprend des cellules cellulosiques laissant entre elles des méats. Dans ce parenchyme, se localisent des cellules contenant des macles d'oxalate de calcium, des fibres lignifiées, de faible diamètre (environ 20 micro m), à parois lisses,

fortement et régulièrement épaissies, et des canaux sécréteurs. Le bois est entièrement lignifié. Il comprend du parenchyme ligneux, abondant, alternant avec des anneaux concentriques de vaisseaux, de grand diamètre (souvent supérieur à 100 micro m). Les rayons médullaires, bisériés ou trisériés, sont constitués par des cellules rectangulaires, à parois canaliculées.

La racine d'éleuthérocoque présente les caractères macroscopiques et microscopiques décrits aux identifications A et B.

Identification

A. - La racine d'éleuthérocoque se présente en morceaux de densité assez élevée, cylindriques, fréquemment tortueux ou recourbés et éventuellement ramifiés. La surface externe est jaune grisâtre à brun clair, ridée longitudinalement avec quelques cicatrices de radicelles. La cassure est courte. La section transversale montre une zone corticale brune, mince et une zone médullaire jaune pâle, dense, finement radiée. Concassée, la racine d'éleuthérocoque se présente en petits fragments jaune pâle, fibreux, souvent dépourvus de suber.

B. - Réduisez la racine d'éleuthérocoque en poudre (355). La poudre est jaune pâle. Examinez au microscope en utilisant le réactif lactique R. La poudre présente des fragments de parenchyme dont les cellules contiennent de l'amidon ; de nombreuses macles d'oxalate de calcium ; des fibres à parois épaissies et à lumière étroite ; de nombreux fragments de bois, jaune vif,

comportant du parenchyme ligneux lignifié, à cellules allongées, canaliculées ; des vaisseaux réticulés ou ponctués, de grand diamètre (environ 150 micro m) ; quelques fragments bruns de suber.

C. - Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27) en utilisant une plaque recouverte d'un gel de silice approprié.

Solution à examiner. A 2,0 g de racine d'éleuthérocoque pulvérisée (355),

ajoutez 20 ml de méthanol R. Chauffez au bain-marie à 60 oC pendant 15 min en agitant fréquemment. Refroidissez et filtrez. Concentrez sous pression réduite jusqu'à 5 ml environ.

Solution témoin. Dissolvez 10 mg de ginsénoside Rg1 R dans du méthanol R et complétez à 10 ml avec le même solvant.

Déposez séparément sur la plaque, en bandes, 40 micro l de la solution à examiner et 10 micro l de la solution témoin. Développez sur un parcours de 10 cm avec un mélange de 4 volumes d'eau, de 25 volumes de méthanol R et de 75 volumes de chloroforme R. Laissez sécher la plaque à l'air. Pulvérisez de la solution de vanilline phosphorique R. Chauffez la plaque à 100-105 oC pendant 5 min. Examinez à la lumière du jour. Le chromatogramme obtenu avec la solution témoin présente une bande rose violacé dans la moitié inférieure (ginsénoside Rg1). Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente, au même Rf que celui de la bande du chromatogramme obtenu avec la solution témoin, une bande de couleur rose violacé (éleuthéroside E) et, à un Rf légèrement supérieur, une bande de couleur violette (éleuthéroside B). Il présente également en son milieu une bande de couleur bleue.

Essai

Eléments étrangers (2.8.2). - La racine d'éleuthérocoque satisfait à l'essai des éléments étrangers.

Perte à la dessiccation (2.2.32). - Déterminée à l'étuve à 100-105 oC sur 1,000 g de racine d'éleuthérocoque pulvérisée (355), la perte à la dessiccation n'est pas supérieure à 10,0 p. 100.

Cendres totales (2.4.16). - Le taux des cendres totales n'est pas supérieur à 6,0 p. 100.

ENOXOLONE

C30H46O4 Mr 470,7.

L'énoxolone contient au minimum 98,0 p. 100 et au maximum l'équivalent de 101,0 p. 100 d'acide 3-hydroxy-11-oxooléan-12-èn-30-oïque calculé par rapport à la substance desséchée.

Caractères

Poudre cristalline blanche ou sensiblement blanche, soluble dans l'éthanol, assez soluble dans le chlorure de méthylène et pratiquement insoluble dans l'eau.

Identification

Première identification : A.

Seconde identification : B, C.

A. - Examinez l'énoxolone par spectrophotométrie d'absorption dans l'infrarouge (2.2.24). Les maximums d'absorption du spectre obtenu avec la substance à examiner correspondent en position et en intensité relative à ceux du spectre obtenu avec l'énoxolone SCR fr. Examinez les substances sous forme de pastilles.

B. - Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27), en utilisant une plaque recouverte d'un gel de silice approprié.

Solution à examiner. Dissolvez 10 mg d'énoxolone dans du chlorure de méthylène R et complétez à 10 ml avec le même solvant.

Solution témoin. Dissolvez 10 mg d'énoxolone SCR fr dans du chlorure de méthylène R et complétez à 10 ml avec le même solvant.

Déposez séparément sur la plaque 5 micro l de chaque solution. Développez sur un parcours de 8 cm avec un mélange de 5 volumes d'acide acétique glacial R, de 10 volumes d'acétone R et de 90 volumes de chlorure de méthylène R.

Laissez sécher la plaque à l'air pendant 5 min. Pulvérisez de la solution d'aldéhyde anisique R et chauffez à 100-105 oC pendant 10 min. La tache principale du chromatogramme obtenu avec la solution à examiner est semblable quant à sa position, sa coloration et ses dimensions à la tache principale du chromatogramme obtenu avec la solution témoin.

C. - Dissolvez 50 mg d'énoxolone dans 10 ml de chlorure de méthylène R. A 2 ml de la solution obtenue, ajoutez 1 ml d'anhydride acétique R et 5 gouttes d'acide sulfurique R. Il apparaît une coloration rose.

Essai

Aspect de la solution. - Dissolvez 0,1 g d'énoxolone dans de l'éthanol R et complétez à 10 ml avec le même solvant. La solution est limpide (2.2.1) et n'est pas plus fortement colorée que la solution témoin J6 (Procédé II,

2.2.2).

Pouvoir rotatoire spécifique (2.2.7). - Dissolvez 0,5 g d'énoxolone dans du dioxane R et complétez à 50,0 ml avec le même solvant. Calculé par rapport à la substance desséchée, le pouvoir rotatoire spécifique est de + 145o à + 154o.

Substances apparentées. - Opérez par chromatographie liquide (2.2.29).

Solution à examiner. Dissolvez 0,10 g d'énoxolone dans la phase mobile et complétez à 100,0 ml avec la phase mobile.

Solution témoin (a). Prélevez 2,0 ml de solution à examiner et complétez à 100,0 ml avec la phase mobile.

Solution témoin (b). Prélevez 5,0 ml de solution témoin (a) et complétez à 100,0 ml avec la phase mobile.

Solution témoin (c). Dissolvez 0,10 g d'acide 18-glycyrrhétinique R dans le tétrahydrofuranne R et complétez à 100,0 ml avec le même solvant.

Solution témoin (d). Prélevez 2,0 ml de solution à examiner. Ajoutez 2,0 ml de solution témoin (c) et complétez à 100,0 ml avec la phase mobile.

La chromatographie peut être réalisée en utilisant :

- une colonne d'acier inoxydable, d'une longueur de 0,25 m et d'un diamètre intérieur de 4,0 mm, remplie de gel de silice octadécylsilylé pour chromatographie R (5 micro m) ;

- comme phase mobile, à un débit de 0,8 ml par minute, un mélange préparé comme suit : mélangez 430 ml de tétrahydrofuranne R et 570 ml d'une solution d'acétate de sodium R à 1,36 g/l, ajustée à pH 4,8 avec de l'acide acétique glacial R ;

- comme détecteur, un spectrophotomètre réglé à 250 nm ;

- un injecteur à boucle fixe de 20 micro l,

en maintenant la température de la colonne à 30 oC. Ajustez la sensibilité du détecteur de façon que la hauteur du pic principal dans le chromatogramme obtenu avec la solution témoin (a) représente 50 p. 100 au minimum de l'échelle totale de l'enregistreur. Injectez la solution témoin (d). L'essai n'est valable que si dans le chromatogramme obtenu avec la solution témoin (d) la résolution entre les pics correspondant respectivement à l'énoxolone et à l'acide 18-glycyrrhétinique n'est pas inférieure à 2,0.

Injectez séparément la solution à examiner, la solution témoin (a) et la solution témoin (b). Continuez la chromatographie pendant 4 fois le temps de rétention du pic principal. S'il apparaît d'autres pics que le pic principal dans le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner, la somme de leur surface n'est pas supérieure à la surface du pic principal du chromatogramme obtenu avec la solution témoin (a) (2,0 p. 100).

Ne tenez pas compte des pics dus au solvant et des pics dont la surface est inférieure à celle du pic d'énoxolone dans le chromatogramme obtenu avec la solution témoin (b) (0,1 p. 100).

Métaux lourds (2.4.8). - 1,0 g d'énoxolone satisfait à l'essai limite C des métaux lourds (20 ppm). Préparez le témoin avec 2 ml de solution à 10 ppm de plomb (Pb) R.

Perte à la dessiccation (2.2.32). - Déterminée à l'étuve à 100-105 oC pendant 4 h sur 1,000 g d'énoxolone, la perte à la dessiccation n'est pas supérieure à 0,5 p. 100.

Cendres sulfuriques (2.4.14). - Déterminé sur 1,0 g d'énoxolone, le taux des cendres sulfuriques n'est pas supérieur à 0,2 p. 100.

Dosage

Dissolvez 0,330 g d'énoxolone dans 40 ml de diméthylformamide R. Titrez par l'hydroxyde de tétrabutylammonium 0,1 M. Déterminez le point d'équivalence par potentiométrie (2.2.20). Effectuez un dosage à blanc.

1 ml d'hydroxyde de tétrabutylammonium 0,1 M correspond à 47,07 mg d'énoxolone.

Conservation

En récipient bien fermé, à l'abri de la lumière.

Impuretés

A. - Acide 3-hydroxy-11-oxo-18-oléan-12-èn-30-oïque.

B. - Acide 3,24-dihydroxy-11-oxo-18-oléan-12-èn-30-oïque.

Réactif

Acide 18 glycyrrhétinique. - C30H46O4 (Mr 470,7). Acide 3-hydroxy-11-oxo-18-oléan-12-én-30-oïque.

Poudre cristalline blanche ou sensiblement blanche, pratiquement insoluble dans l'eau, soluble dans l'éthanol, assez soluble dans le chlorure de méthylène.

MAIS (STYLE DE)

Maydis stylus

Définition

La partie utilisée du maïs est constituée par le style séché de Zea mays L. Le style de maïs contient au minimum 1,5 p. 100 de potassium (K ; Ar 39,1).

Caractères

Le style de maïs est faiblement odorant.

Examiné au microscope, sans traitement préalable, le style de maïs présente un épiderme formé de cellules rectangulaires très allongées ; 2 faisceaux libéro-ligneux ; des poils tecteurs obliques, d'environ 250 micro m de longueur.

Le style de maïs présente les caractères macroscopiques et microscopiques décrits aux identifications A et B.

Identification

A. - Le style de maïs est constitué par de longs filaments grêles, enroulés ou rubannés, brun clair à rouge brunâtre.

B. - Réduisez le style de maïs en poudre (355). La poudre est brunâtre à brun rougeâtre. Examinez au microscope. La poudre présente des fragments d'épiderme très nombreux, d'environ 200 micro m de largeur, à longues cellules rectangulaires ; des poils tecteurs, pluricellulaires, unisériés,

bisériés ou trisériés, à extrêmité conique, généralement brisés ; des grains de pollen rares, arrondis, à 1 pore germinatif large, d'environ 75 micro m de diamètre.

C. - Solubilisez les cendres totales (voir Essai) avec 1 ml d'eau. La solution donne la réaction (b) du potassium (2.3.1).

Essai

Eléments étrangers (2.8.2). - Le style de maïs satisfait à l'essai des éléments étrangers.

Perte à la dessiccation (2.2.32). - Déterminée à l'étuve à 100-105 oC sur 1,000 g de style de maïs pulvérisé, la perte à la dessiccation n'est pas supérieure à 12,0 p. 100.

Cendres totales (2.4.16). - Le taux des cendres totales n'est pas supérieur à 7,0 p. 100.

Dosage

Déterminez la teneur en potassium par photométrie de flamme (Procédé I,

2.2.22).

Solution à examiner. Incinérez 1,000 g de style de maïs pulvérisé (355) comme pour l'essai des cendres totales (2.4.16). Reprenez avec 20 ml d'eau.

Tiédissez au bain-marie. Filtrez sur filtre sans cendres. Rincez plusieurs fois avec de l'eau. Filtrez. Réunissez les solutions dans un ballon jaugé de 50 ml et complétez au volume avec de l'eau. Diluez au 1/10 avec de l'eau.

Solutions de référence. Préparez au moins 3 solutions de référence dont les concentrations encadrent la concentration d'une solution de chlorure de potassium 0,001M (0,039 1 g de K par litre).

Effectuez 3 mesures de l'intensité émise de chacune des solutions de référence à 768 nm. Tracez la courbe d'étalonnage en fonction des valeurs moyennes obtenues.

Effectuez 3 mesures de l'intensité émise de la solution à examiner à 768 nm. Reportez la valeur moyenne sur la courbe d'étalonnage. Soit c la concentration obtenue en grammes de K par litre.

Calculez la teneur pour cent en potassium à l'aide de l'expression :

c x 50

m

m = masse de la prise d'essai, en gramme.

Conservation

A l'abri de la lumière et de l'humidité.

NOISETIER (FEUILLE DE)

Coryli folium

Définition

La partie utilisée du noisetier est constituée par la feuille séchée de Corylus avellana L. La feuille de noisetier contient au minimum 2,0 p. 100 de flavonoïdes totaux, exprimés en myricitrine (C21H20O12 ; Mr 464,4).

Caractères

La feuille de noisetier est courtement pétiolée, à limbe arrondi, cordiforme et symétrique à la base, acuminé au sommet, doublement denté à la marge. De la nervure principale partent, de chaque côté, 8 à 10 nervures secondaires.

Examinée au microscope, la section transversale présente un épiderme supérieur cuticularisé et un épiderme inférieur stomatifère portant des poils tecteurs et des poils sécréteurs, surtout à la partie inférieure et près des nervures. Les poils tecteurs, nombreux, sont unicellulaires et à paroi épaisse. Les poils sécréteurs, plus rares, sont pluricellulaires et en forme de massue. Le mésophylle du limbe est constitué, à la partie supérieure,

d'une double assise de parenchyme palissadique renfermant de nombreuses macles d'oxalate de calcium et, à la partie inférieure, d'un parenchyme lacuneux. La nervure principale présente un double faisceau libéro-ligneux avec un arc principal muni d'un anneau de bois et un arc secondaire muni d'une lame de bois, le liber périphérique étant en amas. L'arc principal,

ceinturé par un endoderme et un péricyle, entoure un parenchyme médullaire.

La feuille de noisetier présente les caractères macroscopiques et microscopiques décrits aux identifications A et B.

Identification

A. - La feuille de noisetier, entière ou coupée, vert mat, est plus claire et velue à la face inférieure. La consistance est molle et friable. La nervure principale est saillante à la face inférieure, les nervures secondaires forment un fin réseau avec les nervures tertiaires.

B. - Réduisez la feuille de noisetier en poudre (355). La poudre est verte à vert-jaune. Examinez au microscope. La poudre présente de nombreux poils tecteurs, isolés, unicellulaires, très effilés, droits, flexueux ou légèrement arqués, à paroi épaisse (600 micro m environ) ; de nombreuses macles d'oxalate de calcium (25 micro m environ) ; des fragments d'épiderme inférieur avec stomates de type paracytique ; des débris de parenchyme chlorophyllien.

C. - Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27) en utilisant une plaque recouverte d'un gel de silice approprié.

Solution à examiner. A 0,5 g de feuille de noisetier pulvérisée, ajoutez 10 ml de méthanol R. Chauffez, en agitant, au bain-marie à 40 oC, pendant 10 min. Filtrez.

Solution témoin (a). Solution de myricitrine à 0,5 g/l dans du méthanol R.

Solution témoin (b). Solution d'acide chlorogénique R à 0,5 g/l dans du méthanol R.

Déposez séparément sur la plaque, en bandes, 5 micro l de chacune des solutions témoins et 10 micro l de solution à examiner. Développez sur un parcours de 10 cm avec un mélange de 10 volumes d'acide formique anhydre R,

de 10 volumes d'eau et de 80 volumes d'acétate d'éthyle R. Laissez sécher la plaque à l'air. Pulvérisez une solution de diphénylborate d'aminoéthanol R à 10 g/l et de macrogol 400 R à 50 g/l dans du méthanol R. Laisser sécher la plaque à l'air. Examinez en lumière ultraviolette à 365 nm. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente deux bandes principales quant à leur position et leur fluorescence à celle des chromatogrammes obtenus avec les solutions témoins (a) et (b). Il présente également des bandes de fluorescence bleue de part et d'autre de celle correspondant à l'acide chlorogénique et une bande de fluorescence orangée au-dessus de celle correspondant à la myricitrine (quercitroside).

D. - A 0,2 g de feuille de noisetier pulvérisée, ajoutez 5 ml d'acide chlorhydrique dilué R. Chauffez au bain-marie pendant 10 min. Le mélange devient rouge orangé. Filtrez. Ajoutez au filtrat 1 ml de butanol R. Agitez. Il apparaît une coloration rouge vif dans la phase organique (proanthocyanidines).

Essai

Eléments étrangers (2.8.2). - La feuille de noisetier satisfait à l'essai des éléments étrangers.

Perte à la dessiccation (2.2.32). - Déterminée à l'étuve à 100-105 oC sur 1,000 g de feuille de noisetier pulvérisée (355), la perte à la dessiccation n'est pas supérieure à 12,0 p. 100.

Cendres totales (2.4.16). - Le taux des cendres totales n'est pas supérieur à 8,0 p. 100.

Dosage

A 0,100 g de feuille de noisetier pulvérisée (355), ajoutez 95 ml de méthanol R. Chauffez à reflux au bain marie pendant 30 min. Laissez refroidir et filtrez. Rincez avec 5 ml de méthanol R, filtrez. Complétez les solutions méthanoliques réunies à 100,0 ml avec du méthanol R. Dans un ballon jaugé,

introduisez 5,0 ml de la solution méthanolique et complétez à 10,0 ml avec une solution de chlorure d'aluminium R à 20,0 g/l dans du méthanol R (solution 1). Dans un deuxième ballon jaugé, introduisez 5,0 ml de la solution méthanolique et complétez à 10,0 ml avec du méthanol R (solution 2). Mesurez l'absorbance (2.2.25) de la solution 1, après 15 min, à 420 nm en utilisant la solution 2 comme liquide de compensation.

Calculez la teneur pour cent en flavonoïdes totaux, exprimés en myricitrine, à l'aide de l'expression :

A x 0,475

m

en prenant 421 comme valeur de l'absorbance spécifique de la myricitrine à 420 nm.

A = absorbance de la solution 1 à 420 nm.

m = masse de la prise d'essai, en gramme.

Conservation

A l'abri de la lumière et de l'humidité.

Réactif

Myricitrine. - C21H20O12 (Mr 464,4). 3-[(6Désoxy--D-mannopyranosyl) oxy]-5,7-dihydroxy-2-(3,4,5-trihydroxyphényl) -4H-chromén-4-one.

Cristaux jaune pâle, peu solubles dans l'eau et dans l'alcool.

F : 199 oC à 200 oC.

Une solution dans le méthanol R présente 2 maximums d'absorption (2.2.25) respectivement à 262 nm et 352 nm.

NOYER (FEUILLE DE)

Juglandis folium

Définition

La partie utilisée du noyer est constituée par la foliole séchée de Juglans regia L. La feuille de noyer contient au minimum 2,0 p. 100 de flavonoïdes totaux, exprimés en hypéroside (C21H20O12 ; Mr 464,4).

Caractères

La feuille de noyer a une odeur faiblement aromatique. La feuille de noyer est composée de folioles en majeure partie mondées et séparées du rachis. La foliole mesure environ 10 cm de longueur et 5 cm de largeur.

Examinée au microscope, la section transversale de la foliole présente un épiderme supérieur cuticularisé et un épiderme inférieur stomatifère portant des poils sécréteurs et des poils tecteurs, surtout près de la nervure principale. Les poils tecteurs, unicellulaires, à paroi épaisse, sont généralement fasciculés. Les poils sécréteurs sont de 2 types : les uns à tête pluricellulaire, enfoncés dans l'épiderme ; les autres, émergents, à pied pluricellulaire et à tête bicellulaire ou tétracellulaire. Le mésophylle du limbe est constitué, à la partie supérieure, d'un parenchyme palissadique renfermant des cristaux d'oxalate de calcium et, à la partie inférieure, de cellules rameuses. La nervure principale comporte un arc libéro-ligneux presque continu, ceinturé par un sclérenchyme et entourant un parenchyme médullaire. Certaines cellules contiennent des macles d'oxalate de calcium.

La feuille de noyer présente les caractères macroscopiques et microscopiques décrits aux identifications A et B.

Identification

A. - La feuille de noyer, entière ou coupée, vert foncé à vert-brun, peut être tachée de brun mais pas entièrement brune. La consistance est raide et cassante, le bord entier ou faiblement émarginé. La nervure principale est proéminente, les nervures secondaires forment entre elles un réseau régulier de mailles rectangulaires.

B. - Réduisez la feuille de noyer en poudre (355). La poudre est vert terne à brun-vert. Examinez au microscope. La poudre présente de très nombreuses macles (50 micro m environ) et des cristaux, de forme régulière ou irrégulière, d'oxalate de calcium ; des poils sécréteurs, à tête pluricellulaire, souvent octocellulaire (60 micro m environ) ; des poils tecteurs, plus rares, à paroi lisse et épaisse, droits ou flexueux, isolés ou fasciculés (500 micro m environ) ; des fragments d'épiderme inférieur avec stomates ; des fragments de tissu palissadique avec cristaux d'oxalate en oursin ; de rares fragments de vaisseaux spiralés.

C. - Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27) en utilisant une plaque recouverte d'un gel de silice approprié.

Solution à examiner. A 0,5 g de feuille de noyer pulvérisée, ajoutez 10 ml de méthanol R. Chauffez, en agitant, au bain-marie à 40 oC, pendant 10 min.

Filtrez.

Solution témoin (a). Solution d'hypéroside R à 0,5 g/l dans du méthanol R.

Solution témoin (b). Solution de quercitroside R à 0,5 g/l dans du méthanol R.

Déposez séparément sur la plaque, en bandes, 5 micro l de chacune des solutions témoins et 10 micro l de solution à examiner. Développez sur un parcours de 12 cm avec un mélange de 5 volumes d'eau, de 10 volumes d'acide formique anhydre R et de 85 volumes d'acétate d'éthyle R. Laissez sécher la plaque à l'air. Pulvérisez une solution de diphénylborate d'aminoéthanol R à 10 g/l et de macrogol 400 R à 50 g/l dans du méthanol R. Laissez sécher la plaque à l'air. Examinez en lumière ultraviolette à 365 nm. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente dans sa moitié supérieure une succession de bandes de fluorescence orangée parmi lesquelles deux sont semblables à celles des chromatogrammes obtenus avec les solutions témoins (a) et (b). Il présente également une bande de fluorescence bleue située juste au-dessous de celle correspondant à l'hypéroside (acide néochlorogénique).

Essai

Eléments étrangers (2.8.2). - Le taux des éléments étrangers n'est pas supérieur à 20,0 p. 100, dont pas plus de 18,0 p. 100 de parties étrangères (rachis, jeunes tiges).

Perte à la dessiccation (2.2.32). - Déterminée à l'étuve à 100-105 oC sur 1,000 g de feuille de noyer pulvérisée (355), la perte à la dessiccation n'est pas supérieure à 10,0 p. 100.

Cendres totales (2.4.16). - Le taux des cendres totales n'est pas supérieur à 12,0 p. 100.

Dosage

A 0,100 g de feuille de noyer pulvérisée (355), ajoutez 95 ml de méthanol R. Chauffez à reflux au bain-marie pendant 30 min. Laissez refroidir et filtrez. Rincez avec 5 ml de méthanol R, filtrez. Complétez les solutions méthanoliques réunies à 100,0 ml avec du méthanol R. Dans un ballon jaugé,

introduisez 2,0 ml de la solution méthanolique, 3 ml de méthanol R et complétez à 10,0 ml avec une solution de chlorure d'aluminium R à 20,0 g/l dans du méthanol R (solution 1). Dans un deuxième ballon jaugé, introduisez 2,0 ml de la solution méthanolique et complétez à 10,0 ml avec du méthanol R (solution 2).

Mesurez l'absorbance (2.2.25) de la solution 1, après 15 min, à 420 nm en utilisant la solution 2 comme liquide de compensation.

Calculez la teneur p. 100 en flavonoïdes totaux, exprimés en hypéroside, à l'aide de l'expression :

A x 1,25

m

en prenant 400 comme valeur de l'absorbance spécifique de l'hypéroside à 420 nm.

A = absorbance de la solution 1 à 420 nm.

m = masse de la prise d'essai, en gramme.

Conservation

A l'abri de la lumière et de l'humidité.

ORANGER AMER (FEUILLE D')

Citri aurantii folium

Définition

La partie utilisée de l'oranger amer est constituée par la feuille séchée de Citrus aurantium L. ssp. amara Engl. La feuille d'oranger amer contient au minimum 0,8 p. 100 de flavonoïdes totaux exprimés en naringine (C27H32O14 ;

Mr 580,5).

Caractères

La feuille d'oranger amer a une odeur faible et une saveur amère. La feuille d'oranger amer, largement ovale, subaiguë au sommet, à pétiole articulé et plus ou moins largement ailé, mesure environ 8 cm de longueur et 4 cm de largeur.

Examinée au microscope, la section transversale de la feuille présente, au niveau du limbe, des épidermes cuticularisés, des parenchymes palissadiques et lacuneux, ainsi que de larges poches sécrétrices schizolysigènes et des cellules à gros prismes d'oxalate de calcium. La nervure principale comporte 2 arcs libéroligneux formant cercle et entourés de fibres péricycliques ; la partie inférieure est constituée d'un collenchyme ; de nombreux prismes d'oxalate de calcium sont présents, sauf dans le bois et la moelle.

La feuille d'oranger amer présente les caractères macroscopiques et microscopiques décrits aux identifications A et B.

Identification

A. - La feuille d'oranger amer, souvent enroulée, est entière, coriace d'un vert plus ou moins jaune. Le limbe est ponctué de poches sécrétrices, surtout à la marge. Le pétiole est souvent séparé.

B. - Réduisez la feuille d'oranger amer en poudre (355). La poudre est vert-jaune. Examinez au microscope, en utilisant la solution d'hydrate de chloral R. La poudre présente de très nombreux prismes d'oxalate de calcium ; des fragments de fibres avec cristaux, des fragments d'épiderme supérieur à cellules polygonales et d'épiderme inférieur stomatifère.

C. - Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27) en utilisant une plaque recouverte d'un gel de silice approprié.

Solution à examiner. A 1 g de feuille d'oranger amer pulvérisée (355),

ajoutez 20 ml d'alcool à 50 p. 100 V/V. Chauffez en agitant à 40 oC pendant 10 min. Filtrez.

Solution témoin. Solution de naringine à 0,5 g/l dans le méthanol R.

Déposez séparément sur la plaque, en bandes, 10 micro l de chacune des solutions. Développez sur un parcours de 10 cm avec un mélange de 10 volumes d'eau, de 15 volumes d'acide formique anhydre R et de 75 volumes d'acétate d'éthyle R. Laissez sécher la plaque à l'air puis chauffez à l'étuve à 110-120 oC pendant 5 min. Pulvérisez une solution de diphénylborate d'aminoéthanol R à 10 g/l et de macrogol 400 R à 50 g/l dans du méthanol.

Après 1 h au minimum, examinez en lumière ultraviolette à 365 nm. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente dans sa partie médiane une bande de fluorescence vert foncé, d'intensité très variable,

semblable quant à sa position et sa fluorescence à celle du chromatogramme obtenu avec la solution témoin, et une autre bande située juste en dessous de fluorescence rouge (néoériocitrine). Il présente également une succession de bandes de fluorescence jaune ou bleue.

Essai

Eléments étrangers (2.8.2). - La feuille d'oranger amer satisfait à l'essai des éléments étrangers.

Perte à la dessiccation (2.2.32). - Déterminée à l'étuve à 100-105 oC sur 1,000 g de feuille d'oranger amer pulvérisée (355), la perte à la dessiccation n'est pas supérieure à 10,0 p. 100.

Cendres totales (2.4.16). - Le taux des cendres totales n'est pas supérieur à 15,0 p. 100.

Dosage

1,250 g de feuille d'oranger amer pulvérisée (355), ajoutez 95 ml d'alcool à 50 p. 100 V/V. Chauffez à reflux au bain-marie pendant 30 min. Laissez refroidir et filtrez. Rincez le filtre avec 5 ml d'alcool à 50 p. 100 V/V.

Réunissez le filtrat et la solution de rinçage dans un ballon jaugé et complétez à 100,0 ml avec de l'alcool à 50 p. 100 V/V. Dans un tube à essai (18 mm x 180 mm), introduisez 150,0 mg de magnésium R pulvérisé (250), un barreau aimanté de 25 mm de longueur et 2,00 ml de solution extractive.

Maintenez le tube vertical et agitez à 125 gn. Ajoutez goutte à goutte avec précaution, surtout au début, 2,0 ml d'acide chlorhydrique R, puis 6,0 ml d'alcool à 50 p. 100 V/V. Bouchez le tube, mélangez en agitant par retournement.

Après 10 min, mesurez l'absorbance (2.2.25) à 550 nm en utilisant l'eau comme liquide de compensation.

Calculez la teneur pour cent en flavonoïdes totaux, exprimés en naringine, à l'aide de l'expression :

A x 4,8

m

en prenant 104 comme valeur de l'absorbance spécifique de la naringine à 550 nm.

A = absorbance à 550 nm,

m = masse de la prise d'essai, en gramme.

Conservation

A l'abri de la lumière et de l'humidité.

Réactif

Naringine. - C27H32O14 (Mr 580,5). 7-[[2-O-(6-Désoxy--L-mannopyranosyl) --D-glucopyranosyl]oxy]-5-hydroxy)-2-(4-hydroxyphényl) -2,3-dihydro-4H-chromén-4-one.

Poudre cristalline, blanche à beige, peu soluble dans l'eau et dans le méthanol, soluble dans le diméthylformamide.

F : voisin de 171 oC.

Une solution dans le méthanol R à 5 g/l de diméthylformamide R présente un maximum d'absorption (2.2.25) à 285 nm.

TEINTURE DE BENJOIN

Benzoinis tinctura

Définition

La teinture de benjoin est produite à partir de la résine balsamique de benjoin du Laos. La teinture de benjoin contient au minimum 5,0 p. 100 d'acides totaux, exprimés en acide benzoïque. Elle correspond généralement à une partie de drogue pour 5 parties de teinture.

Production

Préparez la teinture par macération, ou tout autre procédé approprié à partir de la drogue convenablement concassée. Filtrez.

Caractères

Liquide brun clair à brun-rouge, d'odeur aromatique prononcée et de saveur amère, donnant un abondant précipité jaunâtre par addition d'eau.

Identification

Examinez en lumière ultraviolette à 254 nm le chromatogramme obtenu dans l'essai << Benjoin de Sumatra >>. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente une série de bandes sombres, semblables quant à leur position à celle du chromatogramme obtenu avec la solution témoin (a). Deux de ces bandes sont semblables quant à leur position et leur coloration à celle des chromatogrammes obtenus avec la solution témoin (b) (acide benzoïque) et la solution témoin (d) (vanilline). Pulvérisez la solution sulfurique de dinitrophénylhydrazine R. Examinez à la lumière du jour. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente une bande semblable quant à sa position et sa coloration à celles des chromatogrammes obtenus avec les solutions témoins (a) et (b).

Essai

Benjoin de Sumatra. - Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27) en utilisant une plaque recouverte de gel de silice 60 F254 R.

Solution à examiner. A 1 ml de teinture de benjoin ajoutez 4 ml d'alcool R. Solution témoin (a). Agitez 0,2 g de benjoin du Laos préalablement pulvérisé avec 5 ml d'alcool R. Filtrez. Recueillez le filtrat.

Solution témoin (b). Dissolvez 10 mg d'acide benzoïque R dans 10 ml d'alcool R.

Solution témoin (c). Dissolvez 10 mg d'acide cinnamique dans 20 ml d'alcool R.

Solution témoin (d). Dissolvez 10 mg de vanilline R dans 50 ml d'alcool R.

Déposez séparément sur la plaque, en bandes, 10 micro l de chacune des solutions. Développez sur un parcours de 12 cm avec un mélange de 10 volumes d'acide acétique glacial R, de 40 volumes d'éther isopropylique R et de 60 volumes d'hexane R. Laissez sécher la plaque à l'air. Examinez en lumière ultraviolette à 254 nm. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner ne présente pas de bande semblable quant à sa position à celle du chromatogramme obtenu avec la solution témoin (c) (acide cinnamique).

Teneur en éthanol (2.9.10). - La teneur en éthanol est de 71,0 p. 100 V/V à 75,0 p. 100 V/V.

Méthanol et 2-propanol (2.9.11). - La teinture de benjoin satisfait à l'essai de recherche du méthanol et du 2-propanol.

Dosage

Introduisez, dans une fiole de verre borosilicaté de 50 ml, 5,0 g de teinture de benjoin. Eliminez l'alcool. Ajoutez quelques billes de verre et 10 ml d'hydroxyde de potassium alcoolique 0,5 N. Adaptez un réfrigérant et chauffez à reflux pendant 30 min. Titrez l'excès d'hydroxyde de potassium avec de l'acide sulfurique 0,1 N.

Déterminez le point de fin de titrage par potentiométrie (2.2.25). Effectuez un titrage à blanc.

1 ml d'acide sulfurique 0,1 N correspond à 12,21 mg d'acide benzoïque (C7H6O2). La teneur totale en acides organiques, exprimés en acide benzoïque, est :

1,221 x (n-n')

m

m = masse de la prise d'essai, en gramme.

n = nombre de millilitres d'acide sulfurique 0,1 N utilisés pour le titrage à blanc.

n' = nombre de millilitres d'acide sulfurique 0,1 N utilisés pour l'essai.

Réactif

Cinnamique (acide). - Cristaux incolores, très peu solubles dans l'eau,

facilement solubles dans l'alcool et dans le méthanol, solubles dans le chloroforme.

F : 132 oC à 134 oC.