Art. 1er. - Il est porté modifications à la dixième édition de la Pharmacopée française pour les textes suivants :

BUTOFORME

Remplacer le libellé de l'identification D par le texte suivant :

Identification

D. - Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27) en utilisant une plaque recouverte de gel de silice h R.
Solution à examiner. Dissolvez 0,1 g de butoforme dans de l'alcool R et complétez à 10 ml avec le même solvant.
Solution témoin. Dissolvez 0,1 g de butoforme SCR fr dans de l'alcool R et complétez à 10 ml avec le même solvant.
Déposez sur la plaque 20 micro l de chaque solution. Développez sur un parcours de 15 cm avec un mélange de 2 volumes d'eau, de 4 volumes d'ammoniaque concentrée R et de 94 volumes de méthanol R. Laissez sécher la plaque à l'air. Pulvérisez de la solution de diméthylaminobenzaldéhyde R. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente une tache principale semblable quant à sa position, sa coloration et ses dimensions à la tache principale du chromatogramme obtenu avec la solution témoin.
Remplacer le libellé de l'essai << Substances apparentées >> par le texte suivant :
Substances apparentées. - Opérez par chromatographie liquide (2.2.29).
Solution à examiner. Dissolvez 100,0 mg de butoforme dans la phase mobile et complétez à 100,0 ml avec le même solvant.
Solution témoin (a). Prélevez 1,0 ml de solution à examiner et complétez à 100,0 ml avec la phase mobile. Prélevez 1,0 ml de solution et complétez à 10,0 ml avec la phase mobile.
Solution témoin (b). Dissolvez 100 mg de benzocaïne R dans la phase mobile et complétez à 100,0 ml avec le même solvant. Prélevez 1 ml de la solution précédente, ajoutez 1 ml de solution à examiner et complétez à 100,0 ml avec la phase mobile.
La chromatographie peut être réalisée en utilisant :
- une colonne d'acier inoxydable, d'une longueur de 0,30 m et d'un diamètre intérieur de 3,9 mm, remplie de gel de silice octadécylsilylée pour chromatographie R (10 micro m) ;
- comme phase mobile, à un débit de 2 ml par minute, un mélange de 40 volumes d'acétonitrile R et 60 volumes d'eau, ajusté à pH 3,5 avec de l'acide acétique glacial R ;
- comme détecteur, un spectrophotomètre réglé à 254 nm,
en maintenant la température de la colonne à 25 oC.
Injectez 20 micro l de chaque solution. Ajustez la sensibilité du détecteur de façon que la hauteur du pic principal dans le chromatogramme obtenu avec la solution témoin (a) représente environ 5 p. 100 de l'échelle totale de l'enregistreur. Continuez la chromatographie pendant 2,5 fois le temps de rétention du butoforme qui est de 10 min environ.
L'essai n'est valable que si dans le chromatogramme obtenu avec la solution témoin (b) la résolution entre les pics correspondant respectivement à la benzocaïne et au butoforme n'est pas inférieure à 4.
S'il apparaît d'autres pics que le pic principal dans le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner, la surface d'aucun d'entre eux n'est supérieure à celle du pic principal dans le chromatogramme obtenu avec la solution témoin (a) (0,1 p. 100), et la somme de leur surface n'est pas supérieure à 5 fois la surface du pic principal dans le chromatogramme obtenu avec la solution témoin (a) (0,5 p. 100).
Ajouter, après la rubrique << Conservation >>, la rubrique << Impuretés >> ainsi libellée :

Impuretés

A. - Acide paraminobenzoïque = acide 4-aminobenzoïque.
B. - N-Aminobenzoylbutoforme = 4-[(4-aminobenzoyl)amino]benzoate de butyle.

EOSINE DISODIQUE

Remplacer le libellé de l'identification D par le texte suivant :

Identification

D. - Dans un tube à essai, introduisez 20 mg d'éosine disodique, 50 mg de dichromate de potassium R et 0,5 ml d'acide sulfurique R. Plongez le tube dans un bain-marie. Il se dégage des vapeurs qui colorent en rose un papier filtre humecté d'une goutte d'une solution de fluorescéinate de sodium R à 0,5 g/l.

GRINDELIA

Remplacer la définition par le texte suivant :

Définition

La partie utilisée du grindélia est constituée par la sommité fleurie séchée de Grindelia robusta Nutt., G. squarrosa Dunal, G. humilis Hook. et Arn., G. camporum Greene.
Après l'essai << Dérivés diterpéniques >>, ajouter l'essai suivant :
Matières insolubles dans l'hexane. - Dans un appareil à extraction continue, épuisez 20 g environ exactement pesés de grindélia finement incisé par de l'hexane R pendant 24 h. Recueillez les liquides d'extraction dans un ballon préalablement taré. Concentrez à sec sous pression réduite et maintenez dans un dessiccateur, sous vide phosphorique, jusqu'à poids constant. La teneur en matières insolubles dans l'hexane n'est pas inférieure à 6,0 p. 100.
Supprimer la rubrique << Dosage >>.

MAUVE

Remplacer la définition par le texte suivant :

Définition

La partie utilisée de la mauve est constituée par la fleur séchée de Malva sylvestris L. ou de ses variétés cultivées.
Remplacer le libellé de la rubrique << Caractères >> par le texte suivant :

Caractères

La mauve a une odeur faible et une saveur mucilagineuse. A l'état spontané, la corolle de la fleur, rose violacé quelquefois lilas, à stries plus foncées, mesure environ 3 cm de diamètre. Les fleurs des variétés cultivées, 2 à 3 fois plus grandes, ont une corolle souvent double et violet foncé.
Examinée au microscope, la fleur de mauve pulvérisée (355) est constituée par des fragments de calicule dont les épidermes comprennent des poils tecteurs, unicellulaires, courts, soit isolés, soit groupés par 2 à 6 en étoile ; des poils sécréteurs de petite taille, sessiles, pluricellulaires,
en forme de massue ; des fragments de calice dont les épidermes stomatifères portent des poils tecteurs unicellulaires, fortement courbés, soit isolés,
soit groupés par 2 à 6 en étoile, et des poils sécréteurs en massue ; des fragments de pétales dont les épidermes comprennent des cellules à parois sinueuses et des poils sécréteurs en massue ; des poils tecteurs,
unicellulaires, droits, de grande taille (500 micro m) à la base des pétales ; de nombreuses macles d'oxalate de calcium, localisées dans les mésophylles. Elle présente également les caractères macroscopiques et microscopiques décrits aux identifications A et B.
Remplacer les identifications A et B par le texte suivant :

Identification

A. - La fleur de mauve possède un calicule à 3 pièces oblongues ou elliptiques-lancéolées, plus courtes que celles du calice et situées immédiatement en dessous de celui-ci. Les 5 lobes du calice, gamosépale à la base, sont largement triangulaires. La corolle, 3 à 4 fois plus longue que le calice, est constituée par 5 pétales. Les pétales cunéiformes, soudés à la base au tube staminal, sont échancrés sur leur bord supérieur. Les étamines nombreuses, soudées par leur filet, forment un tube staminal couvert de petits poils en étoile parfois mêlés à des poils simples, visibles à la loupe. Les carpelles, nombreux, ridés, glabres ou parfois pubescents, sont cachés par le tube staminal et rangés en cercle autour d'un style central terminé par des stigmates libres. Dans les variétés cultivés, le nombre des pièces florales varie de 3 à 7 pour le calicule, de 5 à 8 pour le calice et de 5 à 10 pour la corolle.
B. - Réduisez la fleur de mauve en poudre (355). La poudre est gris bleuté. Examinez au microscope en utilisant le réactif lactique R. La poudre, rose vif, présente des poils tecteurs, unicellulaires, plus ou moins courbés, soit isolés, soit groupés par 2 à 6 en étoile ; des poils sécréteurs en massue ;
des grains de pollen sphériques, grossièrement échinulés d'environ 150 micro m de diamètre.

MAGNESIUM (CITRATE DE)

Remplacer la monographie par le texte suivant :

MAGNESIUM (CITRATE DE)

Magnesii citras

Définition

Le citrate de magnésium est un mélange de différents citrates de magnésium contenant une certaine proportion d'eau. Il contient au minimum 9,60 p. 100 et au maximum 13,50 p. 100 de magnésium Mg (Ar 24,3), calculé par rapport à la substance desséchée. Cette valeur ne s'écarte pas de 3,0 p. 100 de la valeur indiquée sur l'étiquette.

Caractères

Poudre blanche ou pratiquement blanche, granuleuse, inodore, facilement soluble dans l'eau à 70 oC.

Identification

A. - Dissolvez 15 mg environ de la substance à examiner dans 2 ml d'eau.
Ajoutez 1 ml d'ammoniaque diluée R 1, 1 ml de solution de chlorure d'ammonium R et 1 ml de solution de phosphate disodique R. Il se forme un précipité cristallin blanc.
B. - Le citrate de magnésium donne la réaction des citrates (2.3.1).

Essai

Solution S. - Dissolvez 5,0 g de citrate de magnésium dans de l'eau exempte de dioxyde de carbone R et complétez à 100 ml avec le même solvant.
Aspect de la solution. - La solution S n'est pas plus fortement opalescente que la suspension témoin III (2.2.1) et n'est pas plus fortement colorée que la solution témoin J7 (Procédé I, 2.2.2).
Détermination du pH (2.2.3). - Le pH de la solution S est de 3,7 à 5,0.
Chlorures (2.4.4). - Prélevez 2,0 ml de solution S et complétez à 15 ml avec de l'eau distillée. La solution satisfait à l'essai limite des chlorures (500 ppm).
Sulfates (2.4.13). - Prélevez 1,5 ml de solution S et complétez à 15 ml avec de l'eau distillée. La solution satisfait à l'essai limite des sulfates (0,2 p. 100).
Arsenic (2.4.2). - 0,4 g de citrate de magnésium satisfait à l'essai limite A de l'arsenic (2,5 ppm).
Calcium (2.4.3). - Prélevez 0,5 ml de solution S et complétez à 15 ml avec de l'eau distillée. La solution satisfait à l'essai limite du calcium (0,4 p. 100).
Carbonates. - Dans une fiole conique, introduisez 5,0 g de citrate de magnésium, ajoutez 10 ml d'acide phosphorique dilué R et fermez immédiatement la fiole à l'aide d'un bouchon traversé par un tube de verre coudé 2 fois à angle droit. Chauffez doucement et recueillez le gaz dans 10 ml de la solution d'hydroxyde de baryum R. Traitez un témoin dans les mêmes conditions en utilisant une prise d'essai de 0,042 g de carbonate de calcium R. Si la solution à examiner présente un trouble, celui-ci n'est pas plus important que celui obtenu avec la solution témoin (0,5 p. 100).
Fer (2.4.9). - Prélevez 1 ml de solution S et complétez à 10 ml avec de l'eau distillée. La solution satisfait à l'essai limite du fer (200 ppm).
Métaux lourds (2.4.8). - 12 ml de solution S satisfont à l'essai limite A des métaux lourds (20 ppm). Préparez le témoin avec la solution à 1 ppm de plomb (Pb) R.
Baryum. - A 7,5 ml de solution S ajoutez 5 ml d'acide sulfurique dilué R.
Après 1 h, si la solution présente une opalescence, celle-ci n'est pas plus prononcée que celle d'un mélange de 7,5 ml de solution S et de 5 ml d'eau distillée.
Oxalates exprimés en acide oxalique. - Dissolvez 0,40 g de citrate de magnésium dans 4 ml d'eau ; ajoutez 3 ml d'acide chlorhydrique R et 1 g de zinc activé R. Laissez reposer pendant 5 min. Décantez dans un tube contenant 0,25 ml d'une solution de chlorhydrate de phénylhydrazine R à 10 g/l.
Chauffez jusqu'à ébullition, puis refroidissez rapidement. Transvasez dans une éprouvette graduée et ajoutez un volume égal d'acide chlorhydrique R,
puis 0,25 ml de solution de ferricyanure de potassium R. Agitez et laissez reposer pendant 30 min. La solution n'est pas plus fortement colorée en rose qu'une solution témoin préparée dans les mêmes conditions avec 4 ml d'une solution d'acide oxalique R à 50 mg/l (500 ppm).
Perte à la dessiccation (2.2.32). - Déterminée par chauffage à l'étuve à 130 oC pendant 4 h sur 1,000 g de citrate de magnésium, la perte à la dessiccation n'est pas supérieure à 23,0 p. 100.

Dosage

Dissolvez 0,150 g de citrate de magnésium dans 50 ml d'eau, ajoutez 10 ml de solution tampon pH 10 R. Effectuez le dosage du magnésium par complexométrie (2.5.11).
1 ml d'édétate de sodium 0,1 M correspond à 2,431 mg de Mg.

Etiquetage

L'étiquette indique la teneur en magnésium.

ORANGER (FLEUR D')

Remplacer la monographie par le texte suivant :

ORANGER AMER (FLEUR D')

Citri aurantii flos

Définition

La partie utilisée de l'oranger amer est constituée par la fleur non épanouie séchée de Citrus aurantium L. ssp. amara Engl. La fleur d'oranger amer contient au minimum 8,0 p. 100 de flavonoïdes totaux exprimés en naringine (C27H32O14 ; Mr 580,5).

Caractères

La fleur d'oranger amer a une odeur suave et une saveur amère. La fleur d'oranger amer, blanche à blanc jaunâtre, a une corolle dialypétale à 5 pétales dressés, épais, ponctués de poches sécrétrices, observables à la loupe.
La fleur d'oranger amer présente les caractères macroscopiques et microscopiques décrits aux identifications A et B.

Identification

A. - La fleur d'oranger amer, en bouton, peut atteindre 25 mm de longueur.
La corolle, jaune brunâtre, est allongée et oblongue. Le calice, gamopétale, court, vert-jaune, terminé par 5 dents en étoile, est muni d'un pédoncule de même couleur, rigide, de 5 mm à 10 mm de longueur.
B. - Réduisez la fleur d'oranger amer en poudre (355). La poudre est jaune brunâtre. Examinez au microscope, en utilisant la solution d'hydrate de chloral R. La poudre présente de très nombreux grains de pollen sphériques, à exine finement ponctuée et à 4 pores germinatifs ; de gros prismes d'oxalate de calcium ; des poils tecteurs, unicellulaires, courts, provenant des sépales ; de nombreux fragments de parenchyme.
C. - Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27) en utilisant une plaque recouverte d'un gel de silice approprié.
Solution à examiner. A 0,5 g de fleur d'oranger amer pulvérisée (355),
ajoutez 20 ml d'alcool à 50 p. 100 V/V. Chauffez en agitant à 40 oC pendant 10 min. Filtrez.
Solution témoin. Solution de naringine à 0,5 g/l dans le méthanol R.
Déposez séparément sur la plaque, en bandes, 10 micro l de chacune des solutions. Développez sur un parcours de 10 cm avec un mélange de 10 volumes d'eau, de 15 volumes d'acide formique anhydre R et de 75 volumes d'acétate d'éthyle R. Laissez sécher la plaque à l'air puis chauffez à l'étuve à 110-120 oC pendant 5 min. Pulvérisez une solution de diphénylborate d'aminoéthanol R à 10 g/l et de macrogol 400 R à 50 g/l dans du méthanol.
Après 1 h au minimum, examinez en lumière ultraviolette à 365 nm. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente dans sa partie médiane deux bandes principales, l'une de fluorescence vert foncé, semblable quant à sa position et sa fluorescence à celle du chromatogramme obtenu avec la solution témoin, et l'autre, située juste en dessous, de fluorescence rouge (néoériocitrine). Il présente également une succession de bandes de fluorescence jaune ou bleue.

Essai

Eléments étrangers (2.8.2). - La fleur d'oranger amer satisfait à l'essai des éléments étrangers.
Perte à la dessiccation (2.2.32). - Déterminée à l'étuve à 100-105 oC sur 1,000 g de fleur d'oranger amer pulvérisée (355), la perte à la dessiccation n'est pas supérieure à 12,0 p. 100.
Cendres totales (2.4.16). - Le taux des cendres totales n'est pas supérieur à 10,0 p. 100.

Dosage

0,175 g de fleur d'oranger amer pulvérisée (355), ajoutez 95 ml d'alcool à 50 p. 100 V/V. Chauffez à reflux au bain-marie pendant 30 min. Laissez refroidir et filtrez. Rincez le filtre avec 5 ml d'alcool à 50 p. 100 V/V.
Réunissez le filtrat et la solution de rinçage dans un ballon jaugé et complétez à 100,0 ml avec de l'alcool à 50 p. 100 V/V. Dans un tube à essai (18 mm x 180 mm), introduisez 150,0 mg de magnésium R pulvérisé (250), un barreau aimanté de 25 mm de longueur et 2,00 ml de solution extractive.
Maintenez le tube vertical et agitez à 125 gn. Ajoutez goutte à goutte avec précaution, surtout au début, 2,0 ml d'acide chlorhydrique R, puis 6,0 ml d'alcool à 50 p. 100 V/V. Bouchez le tube, mélangez en agitant par retournement.
Après 10 min, mesurez l'absorbance (2.2.25) à 550 nm en utilisant l'eau comme liquide de compensation.
Calculez la teneur pour cent en flavonoïdes totaux, exprimés en naringine, à l'aide de l'expression :

A x 4,8

m

en prenant 104 comme valeur de l'absorbance spécifique de la naringine à 550 nm.
A = absorbance à 550 nm ;
m = masse de la prise d'essai, en gramme.

Conservation

A l'abri de la lumière et de l'humidité.

Réactif

Naringine. - C27H32O14 (Mr 580,5). 7-[[2-O(6-Désoxy--L-mannopyranosyl) --D-glucopyranosyl]oxy]-5hydroxy)-2-(4-hydroxyphényl) -2,3-dihydro-4H-chromén-4-one.
Poudre cristalline, blanche à beige, peu soluble dans l'eau et dans le méthanol, soluble dans le diméthylformamide.
F : voisin de 171 oC.
Une solution dans le méthanol R à 5 g/l de diméthylformamide R présente un maximum d'absorption (2.2.25) à 285 nm.

ROUGE COCHENILLE A

Supprimer l'essai << Aspect de la solution >>.

TEINTURE DE CANNELLE

Remplacer la rubrique << Identification >> par le texte suivant :

Identification

Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27) en utilisant une plaque recouverte d'un gel de silice approprié contenant un indicateur de fluorescence dont l'intensité est optimale à 254 nm.
Solution à examiner. Teinture de cannelle à examiner.
Solution témoin (a). Dissolvez 50 micro l d'aldéhyde cinnamique R dans du toluène R et complétez à 10 ml avec le même solvant.
Solution témoin (b). Dissolvez 10 micro l d'eugénol R dans du toluène R et complétez à 10 ml avec le même solvant.
Déposez séparément sur la plaque, en bandes, 10 micro l de chacune des solutions. Développez sur un parcours de 10 cm avec du chlorure de méthylène R. Laissez sécher la plaque à l'air. Examinez en lumière ultraviolette à 254 nm. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente deux bandes d'atténuation de fluorescence semblables quant à leur position et leur atténuation de fluorescence à celles des chromatogrammes obtenus avec les solutions témoins (a) et (b). Examinez en lumière ultraviolette à 365 nm. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente, au-dessous de la bande correspondant à l'aldéhyde cinnamique, une bande de fluorescence bleu clair correspondant à l'aldéhyde O-méthoxycinnamique (Rf voisin de 0,20).
Pulvérisez de la solution de phloroglucine R. Examinez à la lumière du jour. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente une bande semblable quant à sa position et sa coloration à celle du chromatogramme obtenu avec la solution témoin (a). La bande correspondant à l'aldéhyde O-méthoxycinnamique est rose violacé.

TERPINE

Remplacer le libellé de la rubrique << Dosage >> par le texte suivant :

Dosage

Opérez par chromatographie en phase gazeuse (2.2.28) en utilisant le biphényle R comme étalon interne.
Solution d'étalon interne. Dissolvez 0,950 g de biphényle R dans de l'acétone R et complétez à 100,0 ml avec le même solvant.
Solution à examiner. Dissolvez 0,220 g de terpine dans de l'acétone R,
ajoutez 10,0 ml de solution d'étalon interne et complétez à 100,0 ml avec de l'acétone R.
Solution témoin. Dissolvez 0,220 g de terpine SCR fr dans de l'acétone R,
ajoutez 10,0 ml de solution d'étalon interne et complétez à 100,0 ml avec de l'acétone R.
La chromatographie peut être réalisée à l'aide de :
- une colonne d'acier inoxydable d'une longueur de 2 m et d'un diamètre intérieur de 3 mm, remplie de terre d'infusoires pour chromatographie en phase gazeuse R imprégnée de 10 p. 100 m/m de macrogol 20 000 R ;
- comme gaz vecteur, de l'azote pour chromatographie R, à un débit de 20 ml par minute ;
- un détecteur à ionisation de flamme,
en maintenant la température de la colonne à 160 oC et celle de la chambre à injection et du détecteur à 180 oC.
Injectez 1,0 micro l de la solution à examiner et de la solution témoin.
Continuez la chromatographie pendant 1,5 fois le temps de rétention de la terpine qui est de 30 min environ.
Calculez la teneur pour cent en terpine dans la substance à examiner à l'aide de l'expression :

m

RE

x

x 100

P

RT

m =

masse de terpine SCR fr dans la solution témoin, en grammes ;

P =

masse de la prise d'essai de terpine à examiner, en grammes ;

surface terpine

RE = dans la solution à examiner ;

surface biphényle

surface terpine

RE =

dans la solution témoin.

surface biphényle

Ajouter, après la rubrique << Conservation >>, la rubrique << Réactif >> ainsi libellée :

Réactif

Biphényle. - C12H10 (Mr 154,2). 1,1'-Biphényle. Contient au minimum 99,0 p. 100 de C12H10.
Cristaux incolores, insolubles dans l'eau, solubles dans l'éther.
F : 69 oC à 71 oC.

VIOLETTE

Remplacer la définition par le texte suivant :

Définition

La partie utilisée de la violette est constituée par la fleur séchée de Viola lutea Hudson, dite violette d'Auvergne, de Viola calcarata L., dite violette des Alpes, ou de Viola odorata L., la violette odorante.
Remplacer le libellé du deuxième paragraphe de la rubrique << Caractères >> par le texte suivant :
La fleur de violette possède un calice à 5 sépales ovales à aigus, prolongés en appendice. La corolle présente 5 pétales irréguliers, 2 ou 4 d'entre eux étant dressés, les 2 latéraux barbus et l'inférieur prolongé par un éperon droit, épais et court (V. odorata), courbe, grêle et court (V. lutea) ou courbe, grêle et long, jusqu'à 1 cm (V. calcarata). L'androcée comprend 5 étamines à filets dilatés, parmi lesquelles 2 sont pourvues d'un appendice qui s'introduit dans l'éperon de la corolle. Le stigmate de la fleur est soit creusé en entonnoir (V. lutea, V. calcarata), soit en forme de crochet (V.
odorata).
Supprimer l'essai << Fleurs non violettes >>.
Supprimer l'essai << Indice de coloration >>.

Art. 2. - Il est porté additions à la dixième édition de la Pharmacopée française pour les monographies :

ELEUTHEROCOQUE (RACINE D')

Eleutherococci radix

Définition

La racine d'éleuthérocoque est constituée par les organes souterrains,
entiers ou fragmentés, séchés d'Eleutherococcus senticosus Maxim.

Caractères

La racine d'éleuthérocoque n'a pas d'odeur ; sa saveur est amère et piquante.
Examinée au microscope, la section transversale présente une écorce de faible dimension et une partie ligneuse qui occupe les neuf dixièmes de la section.
Monté dans le réactif carmino-vert R, le tissu de revêtement présente un suber comportant de nombreuses assises de cellules régulièrement superposées. Le parenchyme cortical, souvent déchiqueté, comprend des cellules cellulosiques laissant entre elles des méats. Dans ce parenchyme, se localisent des cellules contenant des macles d'oxalate de calcium, des fibres lignifiées, de faible diamètre (environ 20 micro m), à parois lisses,
fortement et régulièrement épaissies, et des canaux sécréteurs. Le bois est entièrement lignifié. Il comprend du parenchyme ligneux, abondant, alternant avec des anneaux concentriques de vaisseaux, de grand diamètre (souvent supérieur à 100 micro m). Les rayons médullaires, bisériés ou trisériés, sont constitués par des cellules rectangulaires, à parois canaliculées.
La racine d'éleuthérocoque présente les caractères macroscopiques et microscopiques décrits aux identifications A et B.

Identification

A. - La racine d'éleuthérocoque se présente en morceaux de densité assez élevée, cylindriques, fréquemment tortueux ou recourbés et éventuellement ramifiés. La surface externe est jaune grisâtre à brun clair, ridée longitudinalement avec quelques cicatrices de radicelles. La cassure est courte. La section transversale montre une zone corticale brune, mince et une zone médullaire jaune pâle, dense, finement radiée. Concassée, la racine d'éleuthérocoque se présente en petits fragments jaune pâle, fibreux, souvent dépourvus de suber.
B. - Réduisez la racine d'éleuthérocoque en poudre (355). La poudre est jaune pâle. Examinez au microscope en utilisant le réactif lactique R. La poudre présente des fragments de parenchyme dont les cellules contiennent de l'amidon ; de nombreuses macles d'oxalate de calcium ; des fibres à parois épaissies et à lumière étroite ; de nombreux fragments de bois, jaune vif,
comportant du parenchyme ligneux lignifié, à cellules allongées, canaliculées ; des vaisseaux réticulés ou ponctués, de grand diamètre (environ 150 micro m) ; quelques fragments bruns de suber.
C. - Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27) en utilisant une plaque recouverte d'un gel de silice approprié.
Solution à examiner. A 2,0 g de racine d'éleuthérocoque pulvérisée (355),
ajoutez 20 ml de méthanol R. Chauffez au bain-marie à 60 oC pendant 15 min en agitant fréquemment. Refroidissez et filtrez. Concentrez sous pression réduite jusqu'à 5 ml environ.
Solution témoin. Dissolvez 10 mg de ginsénoside Rg1 R dans du méthanol R et complétez à 10 ml avec le même solvant.
Déposez séparément sur la plaque, en bandes, 40 micro l de la solution à examiner et 10 micro l de la solution témoin. Développez sur un parcours de 10 cm avec un mélange de 4 volumes d'eau, de 25 volumes de méthanol R et de 75 volumes de chloroforme R. Laissez sécher la plaque à l'air. Pulvérisez de la solution de vanilline phosphorique R. Chauffez la plaque à 100-105 oC pendant 5 min. Examinez à la lumière du jour. Le chromatogramme obtenu avec la solution témoin présente une bande rose violacé dans la moitié inférieure (ginsénoside Rg1). Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente, au même Rf que celui de la bande du chromatogramme obtenu avec la solution témoin, une bande de couleur rose violacé (éleuthéroside E) et, à un Rf légèrement supérieur, une bande de couleur violette (éleuthéroside B). Il présente également en son milieu une bande de couleur bleue.

Essai

Eléments étrangers (2.8.2). - La racine d'éleuthérocoque satisfait à l'essai des éléments étrangers.
Perte à la dessiccation (2.2.32). - Déterminée à l'étuve à 100-105 oC sur 1,000 g de racine d'éleuthérocoque pulvérisée (355), la perte à la dessiccation n'est pas supérieure à 10,0 p. 100.
Cendres totales (2.4.16). - Le taux des cendres totales n'est pas supérieur à 6,0 p. 100.

ENOXOLONE

C30H46O4 Mr 470,7.
L'énoxolone contient au minimum 98,0 p. 100 et au maximum l'équivalent de 101,0 p. 100 d'acide 3-hydroxy-11-oxooléan-12-èn-30-oïque calculé par rapport à la substance desséchée.

Caractères

Poudre cristalline blanche ou sensiblement blanche, soluble dans l'éthanol, assez soluble dans le chlorure de méthylène et pratiquement insoluble dans l'eau.

Identification

Première identification : A.
Seconde identification : B, C.
A. - Examinez l'énoxolone par spectrophotométrie d'absorption dans l'infrarouge (2.2.24). Les maximums d'absorption du spectre obtenu avec la substance à examiner correspondent en position et en intensité relative à ceux du spectre obtenu avec l'énoxolone SCR fr. Examinez les substances sous forme de pastilles.
B. - Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27), en utilisant une plaque recouverte d'un gel de silice approprié.
Solution à examiner. Dissolvez 10 mg d'énoxolone dans du chlorure de méthylène R et complétez à 10 ml avec le même solvant.
Solution témoin. Dissolvez 10 mg d'énoxolone SCR fr dans du chlorure de méthylène R et complétez à 10 ml avec le même solvant.
Déposez séparément sur la plaque 5 micro l de chaque solution. Développez sur un parcours de 8 cm avec un mélange de 5 volumes d'acide acétique glacial R, de 10 volumes d'acétone R et de 90 volumes de chlorure de méthylène R.
Laissez sécher la plaque à l'air pendant 5 min. Pulvérisez de la solution d'aldéhyde anisique R et chauffez à 100-105 oC pendant 10 min. La tache principale du chromatogramme obtenu avec la solution à examiner est semblable quant à sa position, sa coloration et ses dimensions à la tache principale du chromatogramme obtenu avec la solution témoin.
C. - Dissolvez 50 mg d'énoxolone dans 10 ml de chlorure de méthylène R. A 2 ml de la solution obtenue, ajoutez 1 ml d'anhydride acétique R et 5 gouttes d'acide sulfurique R. Il apparaît une coloration rose.

Essai

Aspect de la solution. - Dissolvez 0,1 g d'énoxolone dans de l'éthanol R et complétez à 10 ml avec le même solvant. La solution est limpide (2.2.1) et n'est pas plus fortement colorée que la solution témoin J6 (Procédé II,
2.2.2).
Pouvoir rotatoire spécifique (2.2.7). - Dissolvez 0,5 g d'énoxolone dans du dioxane R et complétez à 50,0 ml avec le même solvant. Calculé par rapport à la substance desséchée, le pouvoir rotatoire spécifique est de + 145o à + 154o.
Substances apparentées. - Opérez par chromatographie liquide (2.2.29).
Solution à examiner. Dissolvez 0,10 g d'énoxolone dans la phase mobile et complétez à 100,0 ml avec la phase mobile.
Solution témoin (a). Prélevez 2,0 ml de solution à examiner et complétez à 100,0 ml avec la phase mobile.
Solution témoin (b). Prélevez 5,0 ml de solution témoin (a) et complétez à 100,0 ml avec la phase mobile.
Solution témoin (c). Dissolvez 0,10 g d'acide 18-glycyrrhétinique R dans le tétrahydrofuranne R et complétez à 100,0 ml avec le même solvant.
Solution témoin (d). Prélevez 2,0 ml de solution à examiner. Ajoutez 2,0 ml de solution témoin (c) et complétez à 100,0 ml avec la phase mobile.
La chromatographie peut être réalisée en utilisant :
- une colonne d'acier inoxydable, d'une longueur de 0,25 m et d'un diamètre intérieur de 4,0 mm, remplie de gel de silice octadécylsilylé pour chromatographie R (5 micro m) ;
- comme phase mobile, à un débit de 0,8 ml par minute, un mélange préparé comme suit : mélangez 430 ml de tétrahydrofuranne R et 570 ml d'une solution d'acétate de sodium R à 1,36 g/l, ajustée à pH 4,8 avec de l'acide acétique glacial R ;
- comme détecteur, un spectrophotomètre réglé à 250 nm ;
- un injecteur à boucle fixe de 20 micro l,
en maintenant la température de la colonne à 30 oC. Ajustez la sensibilité du détecteur de façon que la hauteur du pic principal dans le chromatogramme obtenu avec la solution témoin (a) représente 50 p. 100 au minimum de l'échelle totale de l'enregistreur. Injectez la solution témoin (d). L'essai n'est valable que si dans le chromatogramme obtenu avec la solution témoin (d) la résolution entre les pics correspondant respectivement à l'énoxolone et à l'acide 18-glycyrrhétinique n'est pas inférieure à 2,0.
Injectez séparément la solution à examiner, la solution témoin (a) et la solution témoin (b). Continuez la chromatographie pendant 4 fois le temps de rétention du pic principal. S'il apparaît d'autres pics que le pic principal dans le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner, la somme de leur surface n'est pas supérieure à la surface du pic principal du chromatogramme obtenu avec la solution témoin (a) (2,0 p. 100).
Ne tenez pas compte des pics dus au solvant et des pics dont la surface est inférieure à celle du pic d'énoxolone dans le chromatogramme obtenu avec la solution témoin (b) (0,1 p. 100).
Métaux lourds (2.4.8). - 1,0 g d'énoxolone satisfait à l'essai limite C des métaux lourds (20 ppm). Préparez le témoin avec 2 ml de solution à 10 ppm de plomb (Pb) R.
Perte à la dessiccation (2.2.32). - Déterminée à l'étuve à 100-105 oC pendant 4 h sur 1,000 g d'énoxolone, la perte à la dessiccation n'est pas supérieure à 0,5 p. 100.
Cendres sulfuriques (2.4.14). - Déterminé sur 1,0 g d'énoxolone, le taux des cendres sulfuriques n'est pas supérieur à 0,2 p. 100.

Dosage

Dissolvez 0,330 g d'énoxolone dans 40 ml de diméthylformamide R. Titrez par l'hydroxyde de tétrabutylammonium 0,1 M. Déterminez le point d'équivalence par potentiométrie (2.2.20). Effectuez un dosage à blanc.
1 ml d'hydroxyde de tétrabutylammonium 0,1 M correspond à 47,07 mg d'énoxolone.

Conservation

En récipient bien fermé, à l'abri de la lumière.

Impuretés

A. - Acide 3-hydroxy-11-oxo-18-oléan-12-èn-30-oïque.
B. - Acide 3,24-dihydroxy-11-oxo-18-oléan-12-èn-30-oïque.

Réactif

Acide 18 glycyrrhétinique. - C30H46O4 (Mr 470,7). Acide 3-hydroxy-11-oxo-18-oléan-12-én-30-oïque.
Poudre cristalline blanche ou sensiblement blanche, pratiquement insoluble dans l'eau, soluble dans l'éthanol, assez soluble dans le chlorure de méthylène.

MAIS (STYLE DE)

Maydis stylus

Définition

La partie utilisée du maïs est constituée par le style séché de Zea mays L. Le style de maïs contient au minimum 1,5 p. 100 de potassium (K ; Ar 39,1).

Caractères

Le style de maïs est faiblement odorant.
Examiné au microscope, sans traitement préalable, le style de maïs présente un épiderme formé de cellules rectangulaires très allongées ; 2 faisceaux libéro-ligneux ; des poils tecteurs obliques, d'environ 250 micro m de longueur.
Le style de maïs présente les caractères macroscopiques et microscopiques décrits aux identifications A et B.

Identification

A. - Le style de maïs est constitué par de longs filaments grêles, enroulés ou rubannés, brun clair à rouge brunâtre.
B. - Réduisez le style de maïs en poudre (355). La poudre est brunâtre à brun rougeâtre. Examinez au microscope. La poudre présente des fragments d'épiderme très nombreux, d'environ 200 micro m de largeur, à longues cellules rectangulaires ; des poils tecteurs, pluricellulaires, unisériés,
bisériés ou trisériés, à extrêmité conique, généralement brisés ; des grains de pollen rares, arrondis, à 1 pore germinatif large, d'environ 75 micro m de diamètre.
C. - Solubilisez les cendres totales (voir Essai) avec 1 ml d'eau. La solution donne la réaction (b) du potassium (2.3.1).

Essai

Eléments étrangers (2.8.2). - Le style de maïs satisfait à l'essai des éléments étrangers.
Perte à la dessiccation (2.2.32). - Déterminée à l'étuve à 100-105 oC sur 1,000 g de style de maïs pulvérisé, la perte à la dessiccation n'est pas supérieure à 12,0 p. 100.
Cendres totales (2.4.16). - Le taux des cendres totales n'est pas supérieur à 7,0 p. 100.

Dosage

Déterminez la teneur en potassium par photométrie de flamme (Procédé I,
2.2.22).
Solution à examiner. Incinérez 1,000 g de style de maïs pulvérisé (355) comme pour l'essai des cendres totales (2.4.16). Reprenez avec 20 ml d'eau.
Tiédissez au bain-marie. Filtrez sur filtre sans cendres. Rincez plusieurs fois avec de l'eau. Filtrez. Réunissez les solutions dans un ballon jaugé de 50 ml et complétez au volume avec de l'eau. Diluez au 1/10 avec de l'eau.
Solutions de référence. Préparez au moins 3 solutions de référence dont les concentrations encadrent la concentration d'une solution de chlorure de potassium 0,001M (0,039 1 g de K par litre).
Effectuez 3 mesures de l'intensité émise de chacune des solutions de référence à 768 nm. Tracez la courbe d'étalonnage en fonction des valeurs moyennes obtenues.
Effectuez 3 mesures de l'intensité émise de la solution à examiner à 768 nm. Reportez la valeur moyenne sur la courbe d'étalonnage. Soit c la concentration obtenue en grammes de K par litre.
Calculez la teneur pour cent en potassium à l'aide de l'expression :

c x 50

m

m = masse de la prise d'essai, en gramme.

Conservation

A l'abri de la lumière et de l'humidité.

NOISETIER (FEUILLE DE)

Coryli folium

Définition

La partie utilisée du noisetier est constituée par la feuille séchée de Corylus avellana L. La feuille de noisetier contient au minimum 2,0 p. 100 de flavonoïdes totaux, exprimés en myricitrine (C21H20O12 ; Mr 464,4).

Caractères

La feuille de noisetier est courtement pétiolée, à limbe arrondi, cordiforme et symétrique à la base, acuminé au sommet, doublement denté à la marge. De la nervure principale partent, de chaque côté, 8 à 10 nervures secondaires.
Examinée au microscope, la section transversale présente un épiderme supérieur cuticularisé et un épiderme inférieur stomatifère portant des poils tecteurs et des poils sécréteurs, surtout à la partie inférieure et près des nervures. Les poils tecteurs, nombreux, sont unicellulaires et à paroi épaisse. Les poils sécréteurs, plus rares, sont pluricellulaires et en forme de massue. Le mésophylle du limbe est constitué, à la partie supérieure,
d'une double assise de parenchyme palissadique renfermant de nombreuses macles d'oxalate de calcium et, à la partie inférieure, d'un parenchyme lacuneux. La nervure principale présente un double faisceau libéro-ligneux avec un arc principal muni d'un anneau de bois et un arc secondaire muni d'une lame de bois, le liber périphérique étant en amas. L'arc principal,
ceinturé par un endoderme et un péricyle, entoure un parenchyme médullaire.
La feuille de noisetier présente les caractères macroscopiques et microscopiques décrits aux identifications A et B.

Identification

A. - La feuille de noisetier, entière ou coupée, vert mat, est plus claire et velue à la face inférieure. La consistance est molle et friable. La nervure principale est saillante à la face inférieure, les nervures secondaires forment un fin réseau avec les nervures tertiaires.
B. - Réduisez la feuille de noisetier en poudre (355). La poudre est verte à vert-jaune. Examinez au microscope. La poudre présente de nombreux poils tecteurs, isolés, unicellulaires, très effilés, droits, flexueux ou légèrement arqués, à paroi épaisse (600 micro m environ) ; de nombreuses macles d'oxalate de calcium (25 micro m environ) ; des fragments d'épiderme inférieur avec stomates de type paracytique ; des débris de parenchyme chlorophyllien.
C. - Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27) en utilisant une plaque recouverte d'un gel de silice approprié.
Solution à examiner. A 0,5 g de feuille de noisetier pulvérisée, ajoutez 10 ml de méthanol R. Chauffez, en agitant, au bain-marie à 40 oC, pendant 10 min. Filtrez.
Solution témoin (a). Solution de myricitrine à 0,5 g/l dans du méthanol R.
Solution témoin (b). Solution d'acide chlorogénique R à 0,5 g/l dans du méthanol R.
Déposez séparément sur la plaque, en bandes, 5 micro l de chacune des solutions témoins et 10 micro l de solution à examiner. Développez sur un parcours de 10 cm avec un mélange de 10 volumes d'acide formique anhydre R,
de 10 volumes d'eau et de 80 volumes d'acétate d'éthyle R. Laissez sécher la plaque à l'air. Pulvérisez une solution de diphénylborate d'aminoéthanol R à 10 g/l et de macrogol 400 R à 50 g/l dans du méthanol R. Laisser sécher la plaque à l'air. Examinez en lumière ultraviolette à 365 nm. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente deux bandes principales quant à leur position et leur fluorescence à celle des chromatogrammes obtenus avec les solutions témoins (a) et (b). Il présente également des bandes de fluorescence bleue de part et d'autre de celle correspondant à l'acide chlorogénique et une bande de fluorescence orangée au-dessus de celle correspondant à la myricitrine (quercitroside).
D. - A 0,2 g de feuille de noisetier pulvérisée, ajoutez 5 ml d'acide chlorhydrique dilué R. Chauffez au bain-marie pendant 10 min. Le mélange devient rouge orangé. Filtrez. Ajoutez au filtrat 1 ml de butanol R. Agitez. Il apparaît une coloration rouge vif dans la phase organique (proanthocyanidines).

Essai

Eléments étrangers (2.8.2). - La feuille de noisetier satisfait à l'essai des éléments étrangers.
Perte à la dessiccation (2.2.32). - Déterminée à l'étuve à 100-105 oC sur 1,000 g de feuille de noisetier pulvérisée (355), la perte à la dessiccation n'est pas supérieure à 12,0 p. 100.
Cendres totales (2.4.16). - Le taux des cendres totales n'est pas supérieur à 8,0 p. 100.

Dosage

A 0,100 g de feuille de noisetier pulvérisée (355), ajoutez 95 ml de méthanol R. Chauffez à reflux au bain marie pendant 30 min. Laissez refroidir et filtrez. Rincez avec 5 ml de méthanol R, filtrez. Complétez les solutions méthanoliques réunies à 100,0 ml avec du méthanol R. Dans un ballon jaugé,
introduisez 5,0 ml de la solution méthanolique et complétez à 10,0 ml avec une solution de chlorure d'aluminium R à 20,0 g/l dans du méthanol R (solution 1). Dans un deuxième ballon jaugé, introduisez 5,0 ml de la solution méthanolique et complétez à 10,0 ml avec du méthanol R (solution 2). Mesurez l'absorbance (2.2.25) de la solution 1, après 15 min, à 420 nm en utilisant la solution 2 comme liquide de compensation.
Calculez la teneur pour cent en flavonoïdes totaux, exprimés en myricitrine, à l'aide de l'expression :

A x 0,475

m

en prenant 421 comme valeur de l'absorbance spécifique de la myricitrine à 420 nm.
A = absorbance de la solution 1 à 420 nm.
m = masse de la prise d'essai, en gramme.

Conservation

A l'abri de la lumière et de l'humidité.

Réactif

Myricitrine. - C21H20O12 (Mr 464,4). 3-[(6Désoxy--D-mannopyranosyl) oxy]-5,7-dihydroxy-2-(3,4,5-trihydroxyphényl) -4H-chromén-4-one.
Cristaux jaune pâle, peu solubles dans l'eau et dans l'alcool.
F : 199 oC à 200 oC.
Une solution dans le méthanol R présente 2 maximums d'absorption (2.2.25) respectivement à 262 nm et 352 nm.

NOYER (FEUILLE DE)

Juglandis folium

Définition

La partie utilisée du noyer est constituée par la foliole séchée de Juglans regia L. La feuille de noyer contient au minimum 2,0 p. 100 de flavonoïdes totaux, exprimés en hypéroside (C21H20O12 ; Mr 464,4).

Caractères

La feuille de noyer a une odeur faiblement aromatique. La feuille de noyer est composée de folioles en majeure partie mondées et séparées du rachis. La foliole mesure environ 10 cm de longueur et 5 cm de largeur.
Examinée au microscope, la section transversale de la foliole présente un épiderme supérieur cuticularisé et un épiderme inférieur stomatifère portant des poils sécréteurs et des poils tecteurs, surtout près de la nervure principale. Les poils tecteurs, unicellulaires, à paroi épaisse, sont généralement fasciculés. Les poils sécréteurs sont de 2 types : les uns à tête pluricellulaire, enfoncés dans l'épiderme ; les autres, émergents, à pied pluricellulaire et à tête bicellulaire ou tétracellulaire. Le mésophylle du limbe est constitué, à la partie supérieure, d'un parenchyme palissadique renfermant des cristaux d'oxalate de calcium et, à la partie inférieure, de cellules rameuses. La nervure principale comporte un arc libéro-ligneux presque continu, ceinturé par un sclérenchyme et entourant un parenchyme médullaire. Certaines cellules contiennent des macles d'oxalate de calcium.
La feuille de noyer présente les caractères macroscopiques et microscopiques décrits aux identifications A et B.

Identification

A. - La feuille de noyer, entière ou coupée, vert foncé à vert-brun, peut être tachée de brun mais pas entièrement brune. La consistance est raide et cassante, le bord entier ou faiblement émarginé. La nervure principale est proéminente, les nervures secondaires forment entre elles un réseau régulier de mailles rectangulaires.
B. - Réduisez la feuille de noyer en poudre (355). La poudre est vert terne à brun-vert. Examinez au microscope. La poudre présente de très nombreuses macles (50 micro m environ) et des cristaux, de forme régulière ou irrégulière, d'oxalate de calcium ; des poils sécréteurs, à tête pluricellulaire, souvent octocellulaire (60 micro m environ) ; des poils tecteurs, plus rares, à paroi lisse et épaisse, droits ou flexueux, isolés ou fasciculés (500 micro m environ) ; des fragments d'épiderme inférieur avec stomates ; des fragments de tissu palissadique avec cristaux d'oxalate en oursin ; de rares fragments de vaisseaux spiralés.
C. - Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27) en utilisant une plaque recouverte d'un gel de silice approprié.
Solution à examiner. A 0,5 g de feuille de noyer pulvérisée, ajoutez 10 ml de méthanol R. Chauffez, en agitant, au bain-marie à 40 oC, pendant 10 min.
Filtrez.
Solution témoin (a). Solution d'hypéroside R à 0,5 g/l dans du méthanol R.
Solution témoin (b). Solution de quercitroside R à 0,5 g/l dans du méthanol R.
Déposez séparément sur la plaque, en bandes, 5 micro l de chacune des solutions témoins et 10 micro l de solution à examiner. Développez sur un parcours de 12 cm avec un mélange de 5 volumes d'eau, de 10 volumes d'acide formique anhydre R et de 85 volumes d'acétate d'éthyle R. Laissez sécher la plaque à l'air. Pulvérisez une solution de diphénylborate d'aminoéthanol R à 10 g/l et de macrogol 400 R à 50 g/l dans du méthanol R. Laissez sécher la plaque à l'air. Examinez en lumière ultraviolette à 365 nm. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente dans sa moitié supérieure une succession de bandes de fluorescence orangée parmi lesquelles deux sont semblables à celles des chromatogrammes obtenus avec les solutions témoins (a) et (b). Il présente également une bande de fluorescence bleue située juste au-dessous de celle correspondant à l'hypéroside (acide néochlorogénique).

Essai

Eléments étrangers (2.8.2). - Le taux des éléments étrangers n'est pas supérieur à 20,0 p. 100, dont pas plus de 18,0 p. 100 de parties étrangères (rachis, jeunes tiges).
Perte à la dessiccation (2.2.32). - Déterminée à l'étuve à 100-105 oC sur 1,000 g de feuille de noyer pulvérisée (355), la perte à la dessiccation n'est pas supérieure à 10,0 p. 100.
Cendres totales (2.4.16). - Le taux des cendres totales n'est pas supérieur à 12,0 p. 100.

Dosage

A 0,100 g de feuille de noyer pulvérisée (355), ajoutez 95 ml de méthanol R. Chauffez à reflux au bain-marie pendant 30 min. Laissez refroidir et filtrez. Rincez avec 5 ml de méthanol R, filtrez. Complétez les solutions méthanoliques réunies à 100,0 ml avec du méthanol R. Dans un ballon jaugé,
introduisez 2,0 ml de la solution méthanolique, 3 ml de méthanol R et complétez à 10,0 ml avec une solution de chlorure d'aluminium R à 20,0 g/l dans du méthanol R (solution 1). Dans un deuxième ballon jaugé, introduisez 2,0 ml de la solution méthanolique et complétez à 10,0 ml avec du méthanol R (solution 2).
Mesurez l'absorbance (2.2.25) de la solution 1, après 15 min, à 420 nm en utilisant la solution 2 comme liquide de compensation.
Calculez la teneur p. 100 en flavonoïdes totaux, exprimés en hypéroside, à l'aide de l'expression :

A x 1,25

m

en prenant 400 comme valeur de l'absorbance spécifique de l'hypéroside à 420 nm.
A = absorbance de la solution 1 à 420 nm.
m = masse de la prise d'essai, en gramme.

Conservation

A l'abri de la lumière et de l'humidité.

ORANGER AMER (FEUILLE D')

Citri aurantii folium

Définition

La partie utilisée de l'oranger amer est constituée par la feuille séchée de Citrus aurantium L. ssp. amara Engl. La feuille d'oranger amer contient au minimum 0,8 p. 100 de flavonoïdes totaux exprimés en naringine (C27H32O14 ;
Mr 580,5).

Caractères

La feuille d'oranger amer a une odeur faible et une saveur amère. La feuille d'oranger amer, largement ovale, subaiguë au sommet, à pétiole articulé et plus ou moins largement ailé, mesure environ 8 cm de longueur et 4 cm de largeur.
Examinée au microscope, la section transversale de la feuille présente, au niveau du limbe, des épidermes cuticularisés, des parenchymes palissadiques et lacuneux, ainsi que de larges poches sécrétrices schizolysigènes et des cellules à gros prismes d'oxalate de calcium. La nervure principale comporte 2 arcs libéroligneux formant cercle et entourés de fibres péricycliques ; la partie inférieure est constituée d'un collenchyme ; de nombreux prismes d'oxalate de calcium sont présents, sauf dans le bois et la moelle.
La feuille d'oranger amer présente les caractères macroscopiques et microscopiques décrits aux identifications A et B.

Identification

A. - La feuille d'oranger amer, souvent enroulée, est entière, coriace d'un vert plus ou moins jaune. Le limbe est ponctué de poches sécrétrices, surtout à la marge. Le pétiole est souvent séparé.
B. - Réduisez la feuille d'oranger amer en poudre (355). La poudre est vert-jaune. Examinez au microscope, en utilisant la solution d'hydrate de chloral R. La poudre présente de très nombreux prismes d'oxalate de calcium ; des fragments de fibres avec cristaux, des fragments d'épiderme supérieur à cellules polygonales et d'épiderme inférieur stomatifère.
C. - Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27) en utilisant une plaque recouverte d'un gel de silice approprié.
Solution à examiner. A 1 g de feuille d'oranger amer pulvérisée (355),
ajoutez 20 ml d'alcool à 50 p. 100 V/V. Chauffez en agitant à 40 oC pendant 10 min. Filtrez.
Solution témoin. Solution de naringine à 0,5 g/l dans le méthanol R.
Déposez séparément sur la plaque, en bandes, 10 micro l de chacune des solutions. Développez sur un parcours de 10 cm avec un mélange de 10 volumes d'eau, de 15 volumes d'acide formique anhydre R et de 75 volumes d'acétate d'éthyle R. Laissez sécher la plaque à l'air puis chauffez à l'étuve à 110-120 oC pendant 5 min. Pulvérisez une solution de diphénylborate d'aminoéthanol R à 10 g/l et de macrogol 400 R à 50 g/l dans du méthanol.
Après 1 h au minimum, examinez en lumière ultraviolette à 365 nm. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente dans sa partie médiane une bande de fluorescence vert foncé, d'intensité très variable,
semblable quant à sa position et sa fluorescence à celle du chromatogramme obtenu avec la solution témoin, et une autre bande située juste en dessous de fluorescence rouge (néoériocitrine). Il présente également une succession de bandes de fluorescence jaune ou bleue.

Essai

Eléments étrangers (2.8.2). - La feuille d'oranger amer satisfait à l'essai des éléments étrangers.
Perte à la dessiccation (2.2.32). - Déterminée à l'étuve à 100-105 oC sur 1,000 g de feuille d'oranger amer pulvérisée (355), la perte à la dessiccation n'est pas supérieure à 10,0 p. 100.
Cendres totales (2.4.16). - Le taux des cendres totales n'est pas supérieur à 15,0 p. 100.

Dosage

1,250 g de feuille d'oranger amer pulvérisée (355), ajoutez 95 ml d'alcool à 50 p. 100 V/V. Chauffez à reflux au bain-marie pendant 30 min. Laissez refroidir et filtrez. Rincez le filtre avec 5 ml d'alcool à 50 p. 100 V/V.
Réunissez le filtrat et la solution de rinçage dans un ballon jaugé et complétez à 100,0 ml avec de l'alcool à 50 p. 100 V/V. Dans un tube à essai (18 mm x 180 mm), introduisez 150,0 mg de magnésium R pulvérisé (250), un barreau aimanté de 25 mm de longueur et 2,00 ml de solution extractive.
Maintenez le tube vertical et agitez à 125 gn. Ajoutez goutte à goutte avec précaution, surtout au début, 2,0 ml d'acide chlorhydrique R, puis 6,0 ml d'alcool à 50 p. 100 V/V. Bouchez le tube, mélangez en agitant par retournement.
Après 10 min, mesurez l'absorbance (2.2.25) à 550 nm en utilisant l'eau comme liquide de compensation.
Calculez la teneur pour cent en flavonoïdes totaux, exprimés en naringine, à l'aide de l'expression :

A x 4,8

m

en prenant 104 comme valeur de l'absorbance spécifique de la naringine à 550 nm.
A = absorbance à 550 nm,
m = masse de la prise d'essai, en gramme.

Conservation

A l'abri de la lumière et de l'humidité.

Réactif

Naringine. - C27H32O14 (Mr 580,5). 7-[[2-O-(6-Désoxy--L-mannopyranosyl) --D-glucopyranosyl]oxy]-5-hydroxy)-2-(4-hydroxyphényl) -2,3-dihydro-4H-chromén-4-one.
Poudre cristalline, blanche à beige, peu soluble dans l'eau et dans le méthanol, soluble dans le diméthylformamide.
F : voisin de 171 oC.
Une solution dans le méthanol R à 5 g/l de diméthylformamide R présente un maximum d'absorption (2.2.25) à 285 nm.

TEINTURE DE BENJOIN

Benzoinis tinctura

Définition

La teinture de benjoin est produite à partir de la résine balsamique de benjoin du Laos. La teinture de benjoin contient au minimum 5,0 p. 100 d'acides totaux, exprimés en acide benzoïque. Elle correspond généralement à une partie de drogue pour 5 parties de teinture.

Production

Préparez la teinture par macération, ou tout autre procédé approprié à partir de la drogue convenablement concassée. Filtrez.

Caractères

Liquide brun clair à brun-rouge, d'odeur aromatique prononcée et de saveur amère, donnant un abondant précipité jaunâtre par addition d'eau.

Identification

Examinez en lumière ultraviolette à 254 nm le chromatogramme obtenu dans l'essai << Benjoin de Sumatra >>. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente une série de bandes sombres, semblables quant à leur position à celle du chromatogramme obtenu avec la solution témoin (a). Deux de ces bandes sont semblables quant à leur position et leur coloration à celle des chromatogrammes obtenus avec la solution témoin (b) (acide benzoïque) et la solution témoin (d) (vanilline). Pulvérisez la solution sulfurique de dinitrophénylhydrazine R. Examinez à la lumière du jour. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner présente une bande semblable quant à sa position et sa coloration à celles des chromatogrammes obtenus avec les solutions témoins (a) et (b).

Essai

Benjoin de Sumatra. - Opérez par chromatographie sur couche mince (2.2.27) en utilisant une plaque recouverte de gel de silice 60 F254 R.
Solution à examiner. A 1 ml de teinture de benjoin ajoutez 4 ml d'alcool R. Solution témoin (a). Agitez 0,2 g de benjoin du Laos préalablement pulvérisé avec 5 ml d'alcool R. Filtrez. Recueillez le filtrat.
Solution témoin (b). Dissolvez 10 mg d'acide benzoïque R dans 10 ml d'alcool R.
Solution témoin (c). Dissolvez 10 mg d'acide cinnamique dans 20 ml d'alcool R.
Solution témoin (d). Dissolvez 10 mg de vanilline R dans 50 ml d'alcool R.
Déposez séparément sur la plaque, en bandes, 10 micro l de chacune des solutions. Développez sur un parcours de 12 cm avec un mélange de 10 volumes d'acide acétique glacial R, de 40 volumes d'éther isopropylique R et de 60 volumes d'hexane R. Laissez sécher la plaque à l'air. Examinez en lumière ultraviolette à 254 nm. Le chromatogramme obtenu avec la solution à examiner ne présente pas de bande semblable quant à sa position à celle du chromatogramme obtenu avec la solution témoin (c) (acide cinnamique).
Teneur en éthanol (2.9.10). - La teneur en éthanol est de 71,0 p. 100 V/V à 75,0 p. 100 V/V.
Méthanol et 2-propanol (2.9.11). - La teinture de benjoin satisfait à l'essai de recherche du méthanol et du 2-propanol.

Dosage

Introduisez, dans une fiole de verre borosilicaté de 50 ml, 5,0 g de teinture de benjoin. Eliminez l'alcool. Ajoutez quelques billes de verre et 10 ml d'hydroxyde de potassium alcoolique 0,5 N. Adaptez un réfrigérant et chauffez à reflux pendant 30 min. Titrez l'excès d'hydroxyde de potassium avec de l'acide sulfurique 0,1 N.
Déterminez le point de fin de titrage par potentiométrie (2.2.25). Effectuez un titrage à blanc.
1 ml d'acide sulfurique 0,1 N correspond à 12,21 mg d'acide benzoïque (C7H6O2). La teneur totale en acides organiques, exprimés en acide benzoïque, est :

1,221 x (n-n')

m

m = masse de la prise d'essai, en gramme.
n = nombre de millilitres d'acide sulfurique 0,1 N utilisés pour le titrage à blanc.
n' = nombre de millilitres d'acide sulfurique 0,1 N utilisés pour l'essai.

Réactif

Cinnamique (acide). - Cristaux incolores, très peu solubles dans l'eau,
facilement solubles dans l'alcool et dans le méthanol, solubles dans le chloroforme.
F : 132 oC à 134 oC.

Art. 3. - Le présent arrêté entrera en application le 1er janvier 1997.

Art. 4. - Le directeur général de l'Agence du médicament est chargé de l'exécution du présent arrêté, qui sera publié au Journal officiel de la République française.