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Article 1 : Surveillance des eaux littorales

JORF n°0109 du 11 mai 2022

3.1.2. Macro-algues (eaux côtières - façade Méditerranée)

3.1.2.1 Protocole d'échantillonnage pour la surveillance ponctuelle

Concerne les substrats durs en mésolittoral et limite supérieure de l'infralittoral.

Observations et relevés à partir d'un zodiac, positionné à 3 m du bord ; période d'observation mai-juin.

Méthode d'analyse

Géomorphologie et présence/absence et abondance des communautés littorales notées directement sur carte ou photos aériennes sur le linéaire côtier découpé en unités de 50 m de long.

Références

Laurence Miossec - Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale - CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies - Rapport AQUAREF 2014 - 13 p (sous presse) (nb de pages).

Thibaut T., Mannoni PA. 2007. Cartographie des paysages marins : encorbellements à Lithophyllum et faciès à cystoseires Site Natura 2000 FR 9301624 - Cap Lardier - Cap Taillat - Cap Camarat. Contrat GIS Posidonie & Observatoire Marin du Littoral des Maures, ECOMERS publ. Nice, 18 p.

Thibaut T., Mannoni P.A., Markovic L., Geoffroy K., Cottalorda J.M. 2008. Préfiguration du réseau macraolgues - Bassin Rhône Méditerranée Corse - Application de la directive Cadre Eau - Rapport d'état écologique des masses d'eau. Contrat Agence de l'Eau RMC - Unsa : 38 p + Atlas cartographique.

Thibaut T. et L. Markovic (2009). Préfiguration du réseau macroalgues - Bassin Rhône Méditerranée.

Corse - Application de la directive Cadre Eau -Rapport d'état écologique des masses d'eau - Ensemble du littoral rocheux continental français de Méditerranée. Contrat Agence de l'Eau Rhône Méditerranée Corse / Université de Nice - Sophia Antipolis, convention 2009 01 11, 31 pages.

Thibaut T., L. Markovic et A. Blanfune (2010). Préfiguration du réseau macroalgues - Bassin Rhône Méditerranée Corse - Application de la directive Cadre Eau -Rapport d'état écologique des masses d'eau - Littoral rocheux de la Corse. Contrat Agence de l'Eau Rhône Méditerranée Corse / Université de Nice - Sophia Antipolis, convention 2009 1431, 24 pages.

Thibaut T., L. Markovic et A. Blanfune (2011). Préfiguration du réseau macroalgues - Bassin Rhône Méditerranée Corse - Application de la directive Cadre Eau -Rapport d'état écologique des masses d'eau - Littoral rocheux de la Corse. Contrat Agence de l'Eau Rhône Méditerranée Corse / Université de Nice - Sophia Antipolis, convention 2011 011, 22 pages.

3.1.2.2 Protocole d'échantillonnage pour la surveillance surfacique

Acquisition et analyse de données sonar :

Le sonar est remorqué à une vitesse d'environ 5 nœuds et à une hauteur par rapport au fond comprise entre 3 et 10 mètres selon la fréquence (et donc la portée efficace maximale) choisie. Le levé s'effectue en bandes parallèles et dans l'axe des courbes bathymétriques de manière à travailler à une profondeur constante. Un recouvrement total des profils permet de réaliser une cartographie complète d'une zone. L'acquisition sonar latéral est particulièrement adaptée à la cartographie des zones de plaine, et en particulier des herbiers de Posidonie sur matte.

Exploitation des données sonar latéral :

L'exploitation des données acquises par le sonar latéral se fait à l'aide de d'un logiciel spécialisé (type SonarWiz) qui permet d'obtenir une mosaïque géoréférencée des bandes sonar. Cette mosaïque apparaît sous la forme d'une image en gradient de jaune, laissant apparaître les différents types de substrat (depuis les substrats denses, comme la roche, qui apparaissent en blanc aux substrats meubles, comme la vase, qui apparaissent en noir). L'interprétation des données sonar pour la pré-cartographie apporte de nombreuses informations mais soulève aussi quelques incertitudes. C'est pourquoi elle doit être couplée à une campagne de vérité terrain.

Acquisition et analyse de données de terrain

Méthodologie du " Transect plongeur audio " :

La technique du transect plongeur audio tracté permet la validation terrain de plusieurs milliers de points par un plongeur/biologiste le long de transects pouvant atteindre une vingtaine de kilomètre par jour d'acquisition. Le plongeur est tracté par le bateau à la bathymétrie voulue en fonction des zones à décrire. Il transmet ses observations en temps réel par audio communication (présence herbier, indice supposé de vitalité…) à l'opérateur qui peut suivre son parcours sur l'ordinateur relié au GPS. Il est équipé d'une planche de tractage qui lui permet de faire varier sa profondeur, d'un système de communication et d'un système de positionnement.

Positionnement des observations sous-marines :

En ce qui concerne les données acquises sous l'eau (transect plongeur audio, plongées ponctuelles), il convient d'utiliser un système de positionnement type USBL ( le Micronav de Tritech) qui permet de disposer de la position GPS sous l'eau.

Les informations sont traitées au fur et à mesure de l'acquisition (gain de temps) et le nombre de points renseignés permet de réaliser des extrapolations plus justes.

Références :

Impact des pressions anthropiques et de l'environnement sur les herbiers de Posidonia oceanica en Méditerranée française (Houngnandan, 2020).

3.1.3. Macro-algues de type bloom à ulves (eaux côtières et de transition - façade Manche Atlantique)

Protocole d'échantillonnage

Données collectées sur photos aériennes prises lors de 3 survols annuels en mai, juillet et septembre en période de vive-eau (coefficient supérieur à 75) ; appareil de type CESSNA ; altitude du vol entre 1 500 et 4 000 pieds ; survols suivis de contrôle terrain si échouages détectables avec récolte d'algues.

Méthode d'analyse

Intégration et géo-référencement des photos aériennes dans un SIG, digitalisation des dépôts d'algues et estimation visuelle du pourcentage de couverture algale dans ces dépôts ; évaluation des surfaces potentiellement colonisables sur carte IGN (1/25000e) et sur photos aériennes ; identification des espèces récoltées sous microscope.

Références

Laurence Miossec - Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale. Rapport AQUAREF 2013 - 32 p.

3.1.4. Macro-algues de substrat dur intertidal (eaux côtières - façade Manche Atlantique)

Protocole d'échantillonnage

Evaluation des surfaces couvertes et identification in situ d'espèces algales caractéristiques et opportunistes sur substrat rocheux de l'estran par coefficients de marée supérieurs à 95 entre mars et juillet ; l'analyse se fait dans 3x3 quadrats (n=9) positionnés de manière aléatoire dans chacune des ceintures identifiées de l'estran (2 ou 6 ceintures suivant les secteurs).

Méthode d'analyse

Déterminations algales à l'œil nu, sur sites (si problème, un échantillon est rapporté au laboratoire pour détermination sous loupe binoculaire) ; les superficies sont réalisées à l'oeil nu ou bien à l'aide d'un GPS et du logiciel ARGIS

Références

Miossec L., Soudant D. et Le Stum M. - Consolidation et mise au point de méthodes de bio-indication et transfert aux opérateurs. Contributions Hydrobiologie en milieu marin, Rapport Aquaref, 2012.

3.1.5. Macro-algues de substrat dur subtidal (eaux côtières - façade Manche Atlantique

Protocole d'échantillonnage

Identification qualitative et quantitative en plongée d'espèces algales caractéristiques et opportunistes et des invertébrés fixés, sur quadrats, dans l'infralittoral et le circalittoral côtier et à 3 profondeurs fixes entre mi-mars et mi-juillet.

Méthode d'analyse

Les déterminations algales se font à l'œil nu, sur sites (si problème, un échantillon est rapporté au laboratoire pour détermination sous microscope et loupe binoculaire) ; les comptages et mesures à différentes profondeurs (comprenant aussi les mesures des longueurs des stipes de Laminaria hyperborea et la surface moyenne des épibioses) sont également réalisés principalement in situ et ex situ lorsque cette espèce est présente en forte densité. De plus, un échantillonnage de la faune de l'infralittoral supérieur et du circalittoral côtier est réalisé.

Références

Derrien-Courtel S. et Le Gal A. - Protocole de surveillance DCE pour l'élément de qualité " Macroalgues subtidales " - second cycle de suivi (DCE-2). Rapport du Museum National d'Histoire Naturelle, station de Biologie Marine de Concarneau, janvier 2014.

Le Gal A. et Derrien-Courtel S. Quality Index of Subtidal Macroalgae (QISubMac), a suitable tool for ecological quality status assessment under the scope of European Water Framework Directive. Ecological indicators, 2015.

Miossec L., Soudant D. et Le Stum M. - Consolidation et mise au point de méthodes de bio-indication et transfert aux opérateurs. Contributions Hydrobiologie en milieu marin, Rapport Aquaref, 2012.

3.1.6. Angiospermes (eaux côtières - façade Méditerranée)

Protocole d'échantillonnage

Prélèvements et observations réalisées en plongée, de préférence en avril ; relevés de la profondeur de la limite inférieure et de l'état dynamique (échelle qualitative) de l'herbier à cette profondeur ; à 15m, relevé du nombre de faisceaux dans des quadrats (0,16 m2 ; 20 quadrats) et prélèvements de faisceaux (n=20).

Méthode d'analyse

Biométrie des feuilles ; pesées des feuilles et des épibiontes des feuilles (poids sec).

Références

Laurence Miossec - Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale - CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies - Rapport AQUAREF 2014, 13 pages.

Gobert S., S. Sartoretto, V. Rico-Raimondino, B. Andral, A. Chery, P. Lejeune et P. Boissery. 2009. Assessment of the ecologicol status of Mediterranean French coastal waters as required by the Water Framework Directive using the Posidonia oceanica Rapid Easy Index : PREI. Marine Pollution Bulletin, 58, 1727 - 1733.

Sartoretto S. 2008. Soutien méthodologique à la mise en œuvre de la Directive Cadre Eau (item : herbier de posidonie) - Validation du protocole de calcul de l'EQR (District Rhône et côtiers méditerranéens). RST/DOP/LER-PAC/08-01, 40 pages.

3.1.7. Angiospermes (eaux côtières et de transition - façade Manche Atlantique)

Protocole d'échantillonnage

Zostera noltii

L'échantillonnage est réalisé entre août et septembre, période de biomasses maximales. Les relevés de densité des zostères se font à partir d'une grille d'échantillonnage par estimation visuelle et prise de photos ; prélèvement de sédiment à l'aide d'un carottier ; prélèvement d'algues.

Zostera marina

Echantillonnage au printemps en Manche Atlantique et entre fin août et début septembre en Aquitaine ; relevé du type biosédimentaire ; comptage et prélèvement de pieds de zostères dans quadrats ; prélèvement de sédiment à l'aide d'un carottier ; prélèvement d'algues.

Si problème d'identification des espèces in situ, prélèvement pour analyse au laboratoire.

Méthode d'analyse

Zostera noltii

Evaluation semi-quantitative et visuelle du taux de recouvrement de Z. noltii confirmée par une analyse semi-automatique des photos à l'aide d'un logiciel ; pesées des macroalgues après séchage (poids sec) ; analyse granulométrique et teneur en matière organique pour les sédiments (poids sec et poids de cendre).

Zostera marina

Si problème d'identification des espèces in situ, détermination au laboratoire sous microscope.

Biométrie des échantillons de zostères prélevés ; étuvage des échantillons pour calcul de biomasse (poids sec et poids de cendre) ; biométrie des macroalgues ; pesée des épiphytes présents sur les feuilles ; évaluation en pourcentage du wasting disease.

Références

Laurence Miossec - Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale. Rapport AQUAREF 2013 - 32 p.

Auby I., Dalloyau S., Fortune M. , Hily C., Oger-Jeanneret H. Plus M. , Sauriau P-G, Trut G., Protocole de suivi stationnel des herbiers à Zostères pour la Directive Cadre sur l'Eau (DCE) Zostera marina, Zostera noltii. Rapport Ifremer RST/LER/MPL/13.01, mars 2013.

3.1.8. Macroalgues et angiospermes (eaux de transition - façade Méditerranée)

Protocole d'échantillonnage

Prélèvements et observations réalisées en surface ou en plongée suivant la profondeur, au printemps, avant les mortalités estivales ; la trajectoire du plongeur se fait en cercle autour du bateau (surface environ 120 m2) ; relevés du taux de recouvrement végétal total, du taux de recouvrement relatif des espèces de référence et de la richesse spécifique ; relevé de la profondeur ; prélèvement de sédiment.

Si problème d'identification des espèces in situ, prélèvement pour analyse au laboratoire.

Méthode d'analyse

Si problème d'identification des espèces in situ, détermination au laboratoire sous microscope ; analyse granulométrique et mesure du taux de matière organique (une fois par plan de gestion).

Références

Laurence Miossec - Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale - CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies - Rapport AQUAREF 2014, 13 pages.

Lauret M. , J. Oheix, V. Derolez et T. Laugier. (2011). Réseau de suivi lagunaire, 2011. Guide de reconnaissance des lagunes du Languedoc-Roussillon : 148 pages.

3.1.9 Angiospermes (masses d'eau côtières - Antilles)

Méthode d'échantillonnage et d'analyse pour la composition des herbiers :

Pour chaque herbier trois transects fixes (matérialisés et géoréférencés) de 50 m de long sont déroulés.

La méthode du LIT (Line Intersept) est appliquée afin de noter :

- les changements dans la composition spécifique ;

- les zones de fragmentation (> 2 m) et de mitage (entre 0,5-2 m) c'est à dire les zones sans phanérogames mais dont le substrat est meuble (= potentiellement colonisables par les phanérogames) ;

- Les zones de substrat dur (= non colonisables) ;

- Le substrat dominant de cette zone ;

- Le déchaussement de rhizomes et la présence de microfalaises.

La composition spécifique en phanérogames est exprimée en terme d'assemblage d'espèces comme décrit dans le tableau ci-après. Le pourcentage d'absence/présence de chaque assemblage ainsi que de chaque espèce sur le transect peut ainsi être calculé.

3 BELT de 1 m sont également réalisés le long des 3 transects.

Dans l'ensemble du couloir de 1 m, est comptabilisé le nombre :

- d'oursins (en distinguant les espèces) ;

- de colonies coralliennes (en distinguant les genres/espèces quand cela est possible) ;

- de signes de bioturbation ( monts et entonnoirs ).

Sont également notés :

- la présence/absence d'algues dérivantes et/ou de débris de feuilles de phanérogames, macroargues épiphytes ;

- cyanobactéries (absence, présence, abondance) ;

- le relief selon la méthode Kerninon et Hily, 2015 ;

- la nature du substrat selon les catégories suivantes : Vase, Sable fin vaseux, Sable fin propre, Sable grossier propre, Macrodébris coralliens ou graviers/cailloutis.

Méthode d'échantillonnage et d'analyse pour la couverture végétale :

3 quadrats de 50 x 50 cm sont positionnés sur chaque transect (3 transects) au niveau des marques 5, 25 et 45.

- Quadrats de 50cmx50cm (x9) : % recouvrement en sept classes et taxons dominants pour les phanérogames et macroalgues, recouvrement en cyanobactéries et type de support (phanérogames, macroalgues ou abiotique), épibioses (nature et ordre de dominance), floraison, sénescence, maladies.

Sont identifiés au sein de chaque quadrat :

- la classe de recouvrement du substrat par les phanérogames, les macroalgues et les cyanobactéries, selon la méthode Bouchon et al, 2003 ;

- types de support (phanérogrames, macroalgues ou abiotique) ;

- les taxons dominants de phanérogames et de macroalgues sont indiqués ;

- les catégories d'épibioses si présentes, nature et ordre de dominance des épibioses (algues filamenteuses, algues calcaires, film biosédimentaires, hydraires, macroalgues épiphytes) ;

- floraison, sénescence, maladies.

Méthode d'échantillonnage et analyse des sédiments :

Des prélèvements de sédiments sont réalisés sur 3 quadrats (un par transect), si possible au carottier, sur 5 cm de profondeur, pour la caractérisation du substrat : granulométrie laser et taux de matière organique.

Références :

(Source : Kerninon et Hily, 2015)

3.1.10. Invertébrés benthiques de substrat meuble (eaux côtières et de transition - façades Mer du Nord, Manche, Atlantique et Méditerranée)

Protocole d'échantillonnage

- façade Manche Atlantique (eaux côtières et de transition) :

- zone intertidale : échantillonnage à l'aide d'un carottier ou d'un quadrat (surfaces entre 0,03 et 0,1 m2 - de 5 à 9 réplicats par station) ; tamisage sur maille de 1 mm ;

- zone subtidale : échantillonnage, à l'aide de bennes Van Veen, Smith-Mc Intyre ou Ekman-Birge (surfaces entre 0,025 et 0,1 m2 - de 5 et 10 réplicats par station) ; tamisage sur maille de 1mm ;

- façade Méditerranée (eaux côtières) :

- échantillonnage à l'aide de benne Van Veen (surface de 0,025 m2, 5 réplicats par station) en zone subtidale ; tamisage sur maille de 1mm ;

- façade Méditerranée (eaux de transition) :

- prélèvements réalisés à l'aide d'une benne Eckmann - Birge (surface de 0,0225 m2 ; 3 sous-stations par station et 4 réplicats par sous-stations), tamisage sur maille de 1 mm ; prélèvements de sédiments par carottages (n=3 par station) et mesure du potentiel d'oxydo-réduction avec un pH-mètre Poncelle.

Méthode d'analyse

Détermination de la faune benthique sous loupe binoculaire, dénombrement et pesée (poids sec) ; les paramètres mesurés sont la composition spécifique, l'abondance spécifique, la biomasse spécifique.

Analyse granulométrique et teneur en matière organique pour les sédiments.

Références

Norme NF EN ISO 16665 Mars 2014 : Qualité de l'eau - Lignes directrices pour l'échantillonnage quantitatif et le traitement d'échantillons de la macrofaune marine des fonds meubles.

3.1.11. Invertébrés benthiques de substrat meuble ( eaux côtières - La Réunion)

Protocole d'échantillonnage

- échantillonnage à la benne Van Veen ou Smith McIntyre (surface de 0,1 m2, 5 réplicats par station pour l'analyse faunistique et 1 pour l'analyse du sédiment), entre 25 et 70 m de profondeur pour le contrôle de surveillance ; tamisage sur maille de 1 mm.

Méthode d'analyse

Détermination au niveau spécifique ou supra et dénombrement de la faune benthique sous loupe binoculaire ; le paramètre mesuré est, l'abondance par taxon.

Analyse granulométrique et teneur en matière organique pour les sédiments.

Références

Norme NF EN ISO 16665 Mars 2014 : Qualité de l'eau - Lignes directrices pour l'échantillonnage quantitatif et le traitement d'échantillons de la macrofaune marine des fonds meubles.

GT DCE Réunion " Benthos Substrats Meubles " (2017). Fascicule technique pour la mise en œuvre du réseau de contrôle de surveillance DCE " Benthos de Substrats Meubles " à La Réunion. RST-DOI/2017-10, 58 p.

https://archimer.ifremer.fr/doc/00168/27913/57328.pdf.

3.1.12. Benthos récifal - pente externe (eaux côtières - La Réunion)

Protocole d'échantillonnage

L'échantillonnage est réalisé en période estivale. En fonction des paramètres relevés, trois protocoles d'échantillonnage sont mise en œuvre : Line Intercept Transect (3 x 20 m), Belt Transect (3 x 20 m x 4 m) et Quadrat (5 x 1 m2).

NB : Actuellement, seul le Line Intercept Transect est nécessaire pour le calcul de l'indicateur, mais celui-ci est amené à évoluer et à prendre en compte des paramètres supplémentaires.

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3.1.2. Macro-algues (eaux côtières - façade Méditerranée)

3.1.2.1 Protocole d'échantillonnage pour la surveillance ponctuelle

Concerne les substrats durs en mésolittoral et limite supérieure de l'infralittoral.

Observations et relevés à partir d'un zodiac, positionné à 3 m du bord ; période d'observation mai-juin.

Méthode d'analyse

Géomorphologie et présence/absence et abondance des communautés littorales notées directement sur carte ou photos aériennes sur le linéaire côtier découpé en unités de 50 m de long.

Références

Laurence Miossec - Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale - CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies - Rapport AQUAREF 2014 - 13 p (sous presse) (nb de pages).

Thibaut T., Mannoni PA. 2007. Cartographie des paysages marins : encorbellements à Lithophyllum et faciès à cystoseires Site Natura 2000 FR 9301624 - Cap Lardier - Cap Taillat - Cap Camarat. Contrat GIS Posidonie & Observatoire Marin du Littoral des Maures, ECOMERS publ. Nice, 18 p.

Thibaut T., Mannoni P.A., Markovic L., Geoffroy K., Cottalorda J.M. 2008. Préfiguration du réseau macraolgues - Bassin Rhône Méditerranée Corse - Application de la directive Cadre Eau - Rapport d'état écologique des masses d'eau. Contrat Agence de l'Eau RMC - Unsa : 38 p + Atlas cartographique.

Thibaut T. et L. Markovic (2009). Préfiguration du réseau macroalgues - Bassin Rhône Méditerranée.

Corse - Application de la directive Cadre Eau -Rapport d'état écologique des masses d'eau - Ensemble du littoral rocheux continental français de Méditerranée. Contrat Agence de l'Eau Rhône Méditerranée Corse / Université de Nice - Sophia Antipolis, convention 2009 01 11, 31 pages.

Thibaut T., L. Markovic et A. Blanfune (2010). Préfiguration du réseau macroalgues - Bassin Rhône Méditerranée Corse - Application de la directive Cadre Eau -Rapport d'état écologique des masses d'eau - Littoral rocheux de la Corse. Contrat Agence de l'Eau Rhône Méditerranée Corse / Université de Nice - Sophia Antipolis, convention 2009 1431, 24 pages.

Thibaut T., L. Markovic et A. Blanfune (2011). Préfiguration du réseau macroalgues - Bassin Rhône Méditerranée Corse - Application de la directive Cadre Eau -Rapport d'état écologique des masses d'eau - Littoral rocheux de la Corse. Contrat Agence de l'Eau Rhône Méditerranée Corse / Université de Nice - Sophia Antipolis, convention 2011 011, 22 pages.

3.1.2.2 Protocole d'échantillonnage pour la surveillance surfacique

Acquisition et analyse de données sonar :

Le sonar est remorqué à une vitesse d'environ 5 nœuds et à une hauteur par rapport au fond comprise entre 3 et 10 mètres selon la fréquence (et donc la portée efficace maximale) choisie. Le levé s'effectue en bandes parallèles et dans l'axe des courbes bathymétriques de manière à travailler à une profondeur constante. Un recouvrement total des profils permet de réaliser une cartographie complète d'une zone. L'acquisition sonar latéral est particulièrement adaptée à la cartographie des zones de plaine, et en particulier des herbiers de Posidonie sur matte.

Exploitation des données sonar latéral :

L'exploitation des données acquises par le sonar latéral se fait à l'aide de d'un logiciel spécialisé (type SonarWiz) qui permet d'obtenir une mosaïque géoréférencée des bandes sonar. Cette mosaïque apparaît sous la forme d'une image en gradient de jaune, laissant apparaître les différents types de substrat (depuis les substrats denses, comme la roche, qui apparaissent en blanc aux substrats meubles, comme la vase, qui apparaissent en noir). L'interprétation des données sonar pour la pré-cartographie apporte de nombreuses informations mais soulève aussi quelques incertitudes. C'est pourquoi elle doit être couplée à une campagne de vérité terrain.

Acquisition et analyse de données de terrain

Méthodologie du " Transect plongeur audio " :

La technique du transect plongeur audio tracté permet la validation terrain de plusieurs milliers de points par un plongeur/biologiste le long de transects pouvant atteindre une vingtaine de kilomètre par jour d'acquisition. Le plongeur est tracté par le bateau à la bathymétrie voulue en fonction des zones à décrire. Il transmet ses observations en temps réel par audio communication (présence herbier, indice supposé de vitalité…) à l'opérateur qui peut suivre son parcours sur l'ordinateur relié au GPS. Il est équipé d'une planche de tractage qui lui permet de faire varier sa profondeur, d'un système de communication et d'un système de positionnement.

Positionnement des observations sous-marines :

En ce qui concerne les données acquises sous l'eau (transect plongeur audio, plongées ponctuelles), il convient d'utiliser un système de positionnement type USBL ( le Micronav de Tritech) qui permet de disposer de la position GPS sous l'eau.

Les informations sont traitées au fur et à mesure de l'acquisition (gain de temps) et le nombre de points renseignés permet de réaliser des extrapolations plus justes.

Références :

Impact des pressions anthropiques et de l'environnement sur les herbiers de Posidonia oceanica en Méditerranée française (Houngnandan, 2020).

3.1.3. Macro-algues de type bloom à ulves (eaux côtières et de transition - façade Manche Atlantique)

Protocole d'échantillonnage

Données collectées sur photos aériennes prises lors de 3 survols annuels en mai, juillet et septembre en période de vive-eau (coefficient supérieur à 75) ; appareil de type CESSNA ; altitude du vol entre 1 500 et 4 000 pieds ; survols suivis de contrôle terrain si échouages détectables avec récolte d'algues.

Méthode d'analyse

Intégration et géo-référencement des photos aériennes dans un SIG, digitalisation des dépôts d'algues et estimation visuelle du pourcentage de couverture algale dans ces dépôts ; évaluation des surfaces potentiellement colonisables sur carte IGN (1/25000e) et sur photos aériennes ; identification des espèces récoltées sous microscope.

Références

Laurence Miossec - Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale. Rapport AQUAREF 2013 - 32 p.

3.1.4. Macro-algues de substrat dur intertidal (eaux côtières - façade Manche Atlantique)

Protocole d'échantillonnage

Evaluation des surfaces couvertes et identification in situ d'espèces algales caractéristiques et opportunistes sur substrat rocheux de l'estran par coefficients de marée supérieurs à 95 entre mars et juillet ; l'analyse se fait dans 3x3 quadrats (n=9) positionnés de manière aléatoire dans chacune des ceintures identifiées de l'estran (2 ou 6 ceintures suivant les secteurs).

Méthode d'analyse

Déterminations algales à l'œil nu, sur sites (si problème, un échantillon est rapporté au laboratoire pour détermination sous loupe binoculaire) ; les superficies sont réalisées à l'oeil nu ou bien à l'aide d'un GPS et du logiciel ARGIS

Références

Miossec L., Soudant D. et Le Stum M. - Consolidation et mise au point de méthodes de bio-indication et transfert aux opérateurs. Contributions Hydrobiologie en milieu marin, Rapport Aquaref, 2012.

3.1.5. Macro-algues de substrat dur subtidal (eaux côtières - façade Manche Atlantique

Protocole d'échantillonnage

Identification qualitative et quantitative en plongée d'espèces algales caractéristiques et opportunistes et des invertébrés fixés, sur quadrats, dans l'infralittoral et le circalittoral côtier et à 3 profondeurs fixes entre mi-mars et mi-juillet.

Méthode d'analyse

Les déterminations algales se font à l'œil nu, sur sites (si problème, un échantillon est rapporté au laboratoire pour détermination sous microscope et loupe binoculaire) ; les comptages et mesures à différentes profondeurs (comprenant aussi les mesures des longueurs des stipes de Laminaria hyperborea et la surface moyenne des épibioses) sont également réalisés principalement in situ et ex situ lorsque cette espèce est présente en forte densité. De plus, un échantillonnage de la faune de l'infralittoral supérieur et du circalittoral côtier est réalisé.

Références

Derrien-Courtel S. et Le Gal A. - Protocole de surveillance DCE pour l'élément de qualité " Macroalgues subtidales " - second cycle de suivi (DCE-2). Rapport du Museum National d'Histoire Naturelle, station de Biologie Marine de Concarneau, janvier 2014.

Le Gal A. et Derrien-Courtel S. Quality Index of Subtidal Macroalgae (QISubMac), a suitable tool for ecological quality status assessment under the scope of European Water Framework Directive. Ecological indicators, 2015.

Miossec L., Soudant D. et Le Stum M. - Consolidation et mise au point de méthodes de bio-indication et transfert aux opérateurs. Contributions Hydrobiologie en milieu marin, Rapport Aquaref, 2012.

3.1.6. Angiospermes (eaux côtières - façade Méditerranée)

Protocole d'échantillonnage

Prélèvements et observations réalisées en plongée, de préférence en avril ; relevés de la profondeur de la limite inférieure et de l'état dynamique (échelle qualitative) de l'herbier à cette profondeur ; à 15m, relevé du nombre de faisceaux dans des quadrats (0,16 m2 ; 20 quadrats) et prélèvements de faisceaux (n=20).

Méthode d'analyse

Biométrie des feuilles ; pesées des feuilles et des épibiontes des feuilles (poids sec).

Références

Laurence Miossec - Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale - CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies - Rapport AQUAREF 2014, 13 pages.

Gobert S., S. Sartoretto, V. Rico-Raimondino, B. Andral, A. Chery, P. Lejeune et P. Boissery. 2009. Assessment of the ecologicol status of Mediterranean French coastal waters as required by the Water Framework Directive using the Posidonia oceanica Rapid Easy Index : PREI. Marine Pollution Bulletin, 58, 1727 - 1733.

Sartoretto S. 2008. Soutien méthodologique à la mise en œuvre de la Directive Cadre Eau (item : herbier de posidonie) - Validation du protocole de calcul de l'EQR (District Rhône et côtiers méditerranéens). RST/DOP/LER-PAC/08-01, 40 pages.

3.1.7. Angiospermes (eaux côtières et de transition - façade Manche Atlantique)

Protocole d'échantillonnage

Zostera noltii

L'échantillonnage est réalisé entre août et septembre, période de biomasses maximales. Les relevés de densité des zostères se font à partir d'une grille d'échantillonnage par estimation visuelle et prise de photos ; prélèvement de sédiment à l'aide d'un carottier ; prélèvement d'algues.

Zostera marina

Echantillonnage au printemps en Manche Atlantique et entre fin août et début septembre en Aquitaine ; relevé du type biosédimentaire ; comptage et prélèvement de pieds de zostères dans quadrats ; prélèvement de sédiment à l'aide d'un carottier ; prélèvement d'algues.

Si problème d'identification des espèces in situ, prélèvement pour analyse au laboratoire.

Méthode d'analyse

Zostera noltii

Evaluation semi-quantitative et visuelle du taux de recouvrement de Z. noltii confirmée par une analyse semi-automatique des photos à l'aide d'un logiciel ; pesées des macroalgues après séchage (poids sec) ; analyse granulométrique et teneur en matière organique pour les sédiments (poids sec et poids de cendre).

Zostera marina

Si problème d'identification des espèces in situ, détermination au laboratoire sous microscope.

Biométrie des échantillons de zostères prélevés ; étuvage des échantillons pour calcul de biomasse (poids sec et poids de cendre) ; biométrie des macroalgues ; pesée des épiphytes présents sur les feuilles ; évaluation en pourcentage du wasting disease.

Références

Laurence Miossec - Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale. Rapport AQUAREF 2013 - 32 p.

Auby I., Dalloyau S., Fortune M. , Hily C., Oger-Jeanneret H. Plus M. , Sauriau P-G, Trut G., Protocole de suivi stationnel des herbiers à Zostères pour la Directive Cadre sur l'Eau (DCE) Zostera marina, Zostera noltii. Rapport Ifremer RST/LER/MPL/13.01, mars 2013.

3.1.8. Macroalgues et angiospermes (eaux de transition - façade Méditerranée)

Protocole d'échantillonnage

Prélèvements et observations réalisées en surface ou en plongée suivant la profondeur, au printemps, avant les mortalités estivales ; la trajectoire du plongeur se fait en cercle autour du bateau (surface environ 120 m2) ; relevés du taux de recouvrement végétal total, du taux de recouvrement relatif des espèces de référence et de la richesse spécifique ; relevé de la profondeur ; prélèvement de sédiment.

Si problème d'identification des espèces in situ, prélèvement pour analyse au laboratoire.

Méthode d'analyse

Si problème d'identification des espèces in situ, détermination au laboratoire sous microscope ; analyse granulométrique et mesure du taux de matière organique (une fois par plan de gestion).

Références

Laurence Miossec - Guide méthodologique des méthodes DCE en hydrobiologie littorale - CARLIT, macrophytes en lagunes et posidonies - Rapport AQUAREF 2014, 13 pages.

Lauret M. , J. Oheix, V. Derolez et T. Laugier. (2011). Réseau de suivi lagunaire, 2011. Guide de reconnaissance des lagunes du Languedoc-Roussillon : 148 pages.

3.1.9 Angiospermes (masses d'eau côtières - Antilles)

Méthode d'échantillonnage et d'analyse pour la composition des herbiers :

Pour chaque herbier trois transects fixes (matérialisés et géoréférencés) de 50 m de long sont déroulés.

La méthode du LIT (Line Intersept) est appliquée afin de noter :

- les changements dans la composition spécifique ;

- les zones de fragmentation (> 2 m) et de mitage (entre 0,5-2 m) c'est à dire les zones sans phanérogames mais dont le substrat est meuble (= potentiellement colonisables par les phanérogames) ;

- Les zones de substrat dur (= non colonisables) ;

- Le substrat dominant de cette zone ;

- Le déchaussement de rhizomes et la présence de microfalaises.

La composition spécifique en phanérogames est exprimée en terme d'assemblage d'espèces comme décrit dans le tableau ci-après. Le pourcentage d'absence/présence de chaque assemblage ainsi que de chaque espèce sur le transect peut ainsi être calculé.

3 BELT de 1 m sont également réalisés le long des 3 transects.

Dans l'ensemble du couloir de 1 m, est comptabilisé le nombre :

- d'oursins (en distinguant les espèces) ;

- de colonies coralliennes (en distinguant les genres/espèces quand cela est possible) ;

- de signes de bioturbation ( monts et entonnoirs ).

Sont également notés :

- la présence/absence d'algues dérivantes et/ou de débris de feuilles de phanérogames, macroargues épiphytes ;

- cyanobactéries (absence, présence, abondance) ;

- le relief selon la méthode Kerninon et Hily, 2015 ;

- la nature du substrat selon les catégories suivantes : Vase, Sable fin vaseux, Sable fin propre, Sable grossier propre, Macrodébris coralliens ou graviers/cailloutis.

Méthode d'échantillonnage et d'analyse pour la couverture végétale :

3 quadrats de 50 x 50 cm sont positionnés sur chaque transect (3 transects) au niveau des marques 5, 25 et 45.

- Quadrats de 50cmx50cm (x9) : % recouvrement en sept classes et taxons dominants pour les phanérogames et macroalgues, recouvrement en cyanobactéries et type de support (phanérogames, macroalgues ou abiotique), épibioses (nature et ordre de dominance), floraison, sénescence, maladies.

Sont identifiés au sein de chaque quadrat :

- la classe de recouvrement du substrat par les phanérogames, les macroalgues et les cyanobactéries, selon la méthode Bouchon et al, 2003 ;

- types de support (phanérogrames, macroalgues ou abiotique) ;

- les taxons dominants de phanérogames et de macroalgues sont indiqués ;

- les catégories d'épibioses si présentes, nature et ordre de dominance des épibioses (algues filamenteuses, algues calcaires, film biosédimentaires, hydraires, macroalgues épiphytes) ;

- floraison, sénescence, maladies.

Méthode d'échantillonnage et analyse des sédiments :

Des prélèvements de sédiments sont réalisés sur 3 quadrats (un par transect), si possible au carottier, sur 5 cm de profondeur, pour la caractérisation du substrat : granulométrie laser et taux de matière organique.

Références :

(Source : Kerninon et Hily, 2015)

3.1.10. Invertébrés benthiques de substrat meuble (eaux côtières et de transition - façades Mer du Nord, Manche, Atlantique et Méditerranée)

Protocole d'échantillonnage

- façade Manche Atlantique (eaux côtières et de transition) :

- zone intertidale : échantillonnage à l'aide d'un carottier ou d'un quadrat (surfaces entre 0,03 et 0,1 m2 - de 5 à 9 réplicats par station) ; tamisage sur maille de 1 mm ;

- zone subtidale : échantillonnage, à l'aide de bennes Van Veen, Smith-Mc Intyre ou Ekman-Birge (surfaces entre 0,025 et 0,1 m2 - de 5 et 10 réplicats par station) ; tamisage sur maille de 1mm ;

- façade Méditerranée (eaux côtières) :

- échantillonnage à l'aide de benne Van Veen (surface de 0,025 m2, 5 réplicats par station) en zone subtidale ; tamisage sur maille de 1mm ;

- façade Méditerranée (eaux de transition) :

- prélèvements réalisés à l'aide d'une benne Eckmann - Birge (surface de 0,0225 m2 ; 3 sous-stations par station et 4 réplicats par sous-stations), tamisage sur maille de 1 mm ; prélèvements de sédiments par carottages (n=3 par station) et mesure du potentiel d'oxydo-réduction avec un pH-mètre Poncelle.

Méthode d'analyse

Détermination de la faune benthique sous loupe binoculaire, dénombrement et pesée (poids sec) ; les paramètres mesurés sont la composition spécifique, l'abondance spécifique, la biomasse spécifique.

Analyse granulométrique et teneur en matière organique pour les sédiments.

Références

Norme NF EN ISO 16665 Mars 2014 : Qualité de l'eau - Lignes directrices pour l'échantillonnage quantitatif et le traitement d'échantillons de la macrofaune marine des fonds meubles.

3.1.11. Invertébrés benthiques de substrat meuble ( eaux côtières - La Réunion)

Protocole d'échantillonnage

- échantillonnage à la benne Van Veen ou Smith McIntyre (surface de 0,1 m2, 5 réplicats par station pour l'analyse faunistique et 1 pour l'analyse du sédiment), entre 25 et 70 m de profondeur pour le contrôle de surveillance ; tamisage sur maille de 1 mm.

Méthode d'analyse

Détermination au niveau spécifique ou supra et dénombrement de la faune benthique sous loupe binoculaire ; le paramètre mesuré est, l'abondance par taxon.

Analyse granulométrique et teneur en matière organique pour les sédiments.

Références

Norme NF EN ISO 16665 Mars 2014 : Qualité de l'eau - Lignes directrices pour l'échantillonnage quantitatif et le traitement d'échantillons de la macrofaune marine des fonds meubles.

GT DCE Réunion " Benthos Substrats Meubles " (2017). Fascicule technique pour la mise en œuvre du réseau de contrôle de surveillance DCE " Benthos de Substrats Meubles " à La Réunion. RST-DOI/2017-10, 58 p.

https://archimer.ifremer.fr/doc/00168/27913/57328.pdf.

3.1.12. Benthos récifal - pente externe (eaux côtières - La Réunion)

Protocole d'échantillonnage

L'échantillonnage est réalisé en période estivale. En fonction des paramètres relevés, trois protocoles d'échantillonnage sont mise en œuvre : Line Intercept Transect (3 x 20 m), Belt Transect (3 x 20 m x 4 m) et Quadrat (5 x 1 m2).

NB : Actuellement, seul le Line Intercept Transect est nécessaire pour le calcul de l'indicateur, mais celui-ci est amené à évoluer et à prendre en compte des paramètres supplémentaires.